Dans sa forme la plus simple, la fonction d'attraction entre congénères peut se manifester par un dimorphisme sexuel * : chez certains poissons, la position des zones luminescentes sur le corps n'est pas la même selon qu'il s'agit du mâle ou de la femelle. Les parades nuptiales constituent une manière plus élaborée pour attirer des congénères

L'ATPmétrie est une technique très utilisée depuis environ 10 ans dans le domaine de l'agroalimentaire. Le domaine de l'agroalimentaire concerne les produits alimentaires qui vont êtres transformés ou conditionnés par cette industrie pour être ensuite vendus dans les grandes surfaces. En effet, cette technique permet de contrôler l'hygiène des surfaces en contact avec des produits alimentaires, facilement, simplement et rapidement ou encore de contrôler l'état de fermentation du lait, en établissant le nombre de micro-organismes présents sur une surface.

L'ATPmétrie possède plusieurs domaines d'applications dans l'alimentaire :

-on peut évaluer l'état de fermentation des produits laitiers.

-contrôler la stérilité des surfaces (eau de rinçage, débris alimentaires, moisissures,...) en contact avec des produits alimentaires.

-contrôler l'hygiène lors de la mise en bouteille de vin (œnologie).

-contrôler l'état de contamination des boissons comme le Coca-Cola.

-prévoir une date de péremption d'un produit.

 

Nous allons nous intéresser à la contamination microbienne des surfaces qui peut être contrôlée grâce à l'ATPmétrie.

La présence d'ATP dans la réaction de bioluminescence permet de simplifier de nombreux contrôles classiques tels que des contrôles microbiologiques qui peuvent s'avérer longs et contraignants. On utilise donc la technique de l'ATPmétrie, qui permet d'évaluer instantanément si la surface en contact avec les produits alimentaires est convenablement nettoyée ou propice au développement de bactéries mais aussi de contrôler l'état des produits. En résumé, grâce à L'ATPmétrie, on peut évaluer en temps réel la contamination des bactéries des surfaces en contact avec les produits. Ainsi, on mesure la quantité de micro-organismes présents, de cellules vivantes. 

 

L'ATP (ou adénosine TriPhosphate) est une molécule transportant de l'énergie, présente dans toutes les cellules vivantes.

Des dispositifs de luminomètre comme « AccuPoint » permettent d'évaluer si les surfaces en contact avec les écouvillons comportent de l'ATP. En effet, tous les micro-organismes contenus dans les aliments, qui sont la plupart du temps issus d'êtres vivants, contiennent de l'ATP (des cellules vivantes). Donc, si une surface après nettoyage comporte toujours par exemple : des levures ou des moisissures (porteuses d'ATP), le dispositif émettra de la lumière. On peut ainsi évaluer si une surface est complètement stérile ou non, instantanément et simplement. Cependant, il existe trois  formes différentes de molécule d'ATP : l'ATP intracellulaire ce qui signifie qu'elle provient de cellules issues d'êtres vivants, elle est aussi appelée ATP somatique, l'ATP extracellulaire, ce qui signifie qu'elle provient de l'extérieur des cellules (microorganismes morts, débris) et enfin l'ATP provenant de micro-organismes.

 

L'industrie agroalimentaire utilise donc la réaction enzymatique de bioluminescence, naturelle chez les êtres vivants bioluminescents pour évaluer la propreté des surfaces de la chaîne alimentaire. Le principe de fonctionnement est simple : la luciférine (pigment) combinée à la luciférase (enzyme), en présence d'ATP produit une émission de lumière (émission de photons).

Si l'émission de lumière est faible, cela indique que la présence d'ATP est faible sur la surface et inversement, si l'émission de lumière est élevée cela indique que le taux de bactéries présentent sur la surface est élevé. L'intensité de la lumière est mesurée en unité relative de lumière (URL). La lumière produite est donc relative à la quantité d'ATP.

Schéma issu du document:

Cependant cette technique a quelques inconvénients à prendre en compte :

 

 

 

 

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La bioluminescence dans le domaine médicale est une vraie révolution. Nous allons d'ailleurs pouvoir le voir à travers plusieurs exemples.

 

. Tout d'abord, dans le secteur du domaine de l'imagerie cérébrale.  Cette technique est très avantageuse car elle  permet de suivre l'activité neuronale et peut même permettre de tracer un réseau de neurone.  Elle fonctionne selon le principe suivant : une protéine(traceur GFP-aequorin) sensible au calcium, réagit en présence de coelentérazine (molécule luminescente) en émettant un photon lorsqu' il y a un changement de concentration calcique dans la cellule (par exemple suite à l'activation d'un neurone). Elle permet ainsi plusieurs « révolution dans ce domaine »  comme par exemple :

 

- La longeur d'enregistrement de l'activité neuronale est beaucoup plus longue (24h voir 48h pour une mouche drosophile). En effet, elle est non toxique et est peu invasive.

 

- La possibilité d'étudier des zones du cerveau encore mal connues telles que les neurones du corps ellipsoïdal, qui est une structure impliquée dans la régulation de l'activité locomotrice. Cette structure étant localisée en profondeur au centre du cerveau, elle n'avait jamais été étudiée car la zone n'était pas accessible avec les marqueurs standards de type fluorescence.

 

- Des cartes inédites anatomo-fonctionnelles (ce qui est relatif à l'anatomie et aux fonctions physiologiques) ont pu être tracées. Ces cartes sont très informatives sur l'activité globale de l'ensemble du cerveau et permettent de comparer l'activité cérébrale par exemple chez un mâle et chez une femelle ou alors en fonction de l'âge du cerveau étudié ( activité cérébrale différente en fonction de l'âge et du vieillissement).​

. La bioluminescence a également d'autres utilisations dans le domaine médical comme par exemple en cancérologie. Le principe de cette application est le suivant : un gène modifié code pour la luciférase. On injecte ensuite de la luciférine ce qui permet, par réaction avec la luciférase, d'émmettre de la lumière (émission de photons). On utilise ensuite une caméra ultra-sensible pour capter cette lumière émise à l'intérieur du corps. Elle permet par exemple de : 

 

- suivre la migration de cellules immunitaires : en effet, les cellules deviennent observables dans l'obscurité car elles sont marquées par la luciférase (enzyme nécessaire, rappelons-le, pour la réaction de bioluminescence) et peuvent donc être suivies lors de processus d'inflammations ou dans des cas tumoraux.

 

​- d'évaluer l'éfficacité du traitement de la maladie : les tumeurs sont génétiquement modifiées pour exprimer la luciférase. Plus elles sont nombreuses, plus leur signal lumineux est  important. Nous pouvons donc voir si un traitement est efficace ou non en fonction de son efficacité à faire diminuer le signal lumineux. 

La bioluminescence est également très utile dans le traitement des eaux ( minérales, recyclées, propres...). Ce dernier utilise la même technique de l'ATPmétrie que dans la partie dédiée à l'agroalimentaire pour vérifier si l'eau est correctement traitée et désinfectée.  En effet, le développement de micro-organismes dépend de la quantité de biomasse. Donc, moins il y a de biomasse sur l'échantillon prélevé, moins les micro-organismes pourront se développer.  Il s'agit de prélever un échantillon de l'eau que l'on veut contrôler (dans laquelle est présente de l'ATP) puis on la mélange avec la luciférase (enzyme luminescente). Il y a par la suite une émission de photons (lumière) qui est quantifiée grâce à un luminomètre en URL (voir définition dans la partie de l'agroalimetaire). Dans ce cadre de traitement des eaux, deux cas de figure peuvent être souhaités : 

 

​- avoir une concentration de biomasse  (ensemble de tout les êtres vivants à un moment donné dans un milieu bien précis) active très faible. 

 

​-  obtenir une stabilité dans la population de biomasse active. 

​Cette technique est très efficace car elle permet de détecter la concentration de biomasse active très rapidement (environ 5 minutes).

​

reconnaissent grâce aux signaux luminescents qu'elles envoient ; alors que d'autres espèces ne voient pas certaines couleurs, dont le rouge, comme écrit auparavant. On retrouve ces  « codes» lors des accouplements comme pour celui des petits crustacés Vargula. Des observations sous-marines ont montré que ces animaux disposent d'un système complexe de signaux lumineux sexuels. Pendant leurs par

ades sexuelles, les scientifiques ont remarqué que seuls les mâles sont 

luminescents. Ils nagent à grande vitesse en laissant sur leur trajectoire des traînées de sécrétions lumineuses.

2-Hastings, J.W. (1983). "Biological diversity, chemical mechanisms, and the evolutionary origins of bioluminescent systems". J. Mol. Evol. 19 (5): 309–21. Bibcode:1983JMolE..19..309H. doi:10.1007/BF02101634. ISSN 1432-1432. PMID 6358519.

3-Shimomura, O.; Johnson, F.H.; Saiga, Y. (1962). "Extraction, purification and properties of aequorin, a bioluminescent protein from the luminous hydromedusan, Aequorea". J Cell Comp Physiol. 59 (3): 223–39. doi:10.1002/jcp.1030590302. PMID 13911999.

4-Shimomura, O.; Johnson, F.H. (1975). "Regeneration of the photoprotein aequorin". Nature. 256 (5514): 236–238. Bibcode:1975Natur.256..236S. doi:10.1038/256236a0. PMID 239351.

5-Morise, H.; Shimomura, O.; Johnson, F.H.; Winant, J. (1974). "Intermolecular energy transfer in the bioluminescent system of Aequorea". Biochemistry. 13 (12): 2656–62. doi:10.1021/bi00709a028. PMID 4151620.

6-Martini, Séverine; Haddock, Steven H. D. (April 2017). "Quantification of bioluminescence from the surface to the deep sea demonstrates its predominance as an ecological trait". Scientific Reports. 7: 45750. Bibcode:2017NatSR...745750M. doi:10.1038/srep45750. PMC 5379559. PMID 28374789.

7-Sparks, John S.; Schelly, Robert C.; Smith, W. Leo; Davis, Matthew P.; Tchernov, Dan; Pieribone, Vincent A.; Gruber, David F. (8 January 2014). "The Covert World of Fish Biofluorescence: A Phylogenetically Widespread and Phenotypically Variable Phenomenon". PLoS ONE. 9 (1): e83259. Bibcode:2014PLoSO...983259S. doi:10.1371/journal.pone.0083259. PMC 3885428. PMID 24421880.

8-Ross, Alison (27 September 2005). "'Milky seas' detected from space". BBC. Retrieved 13 March 2013.

9-Viviani, Vadim (2009-02-17). "Terrestrial bioluminescence". Retrieved 2014-11-26.

10-Young, R.E.; Roper, C.F. (1976). "Bioluminescent countershading in midwater animals: evidence from living squid". Science. 191 (4231): 1046–8. Bibcode:1976Sci...191.1046Y. doi:10.1126/science.1251214. PMID 1251214.

11-Tong, D; Rozas, N.S.; Oakley, T.H.; Mitchell, J.; Colley, N.J.; McFall-Ngai, M.J. (2009). "Evidence for light perception in a bioluminescent organ". Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (24): 9836–41. Bibcode:2009PNAS..106.9836T. doi:10.1073/pnas.0904571106. PMC 2700988. PMID 19509343.

12-Meyer-Rochow, Victor Benno (2007). "Glowworms: a review of "Arachnocampa" spp and kin". Luminescence. 22 (3): 251–265. doi:10.1002/bio.955.

13-Broadley, R.; Stringer, I. (2009). "Larval behaviour of the New Zealand glowworm, Arachnocampa luminosa (Diptera: Keroplatidae), in bush and caves". In Meyer-Rochow, V.B. Bioluminescence in Focus. Research Signpost: Kerala. pp. 325–355.

14-Fulcher, Bob. "Lovely and Dangerous Lights" (PDF). Tennessee Conservationist Magazine. Archived from the original (PDF) on 14 August 2014. Retrieved 28 November 2014.

15-Stanger-Hall, K.F.; Lloyd, J.E.; Hillis, D.M. (2007). "Phylogeny of North American fireflies (Coleoptera: Lampyridae): implications for the evolution of light signals". Molecular Phylogenetics and Evolution. 45 (1): 33–49. doi:10.1016/j.ympev.2007.05.013. PMID 17644427.

16-Shimomura, Osamu (2012). Bioluminescence: Chemical Principles and Methods. World Scientific. p. 234. ISBN 978-981-4366-08-3.

17-Branham, Marc. "Glow-worms, railroad-worms (Insecta: Coleoptera: Phengodidae)". Featured Creatures. University of Florida. Retrieved 29 November 2014.

18-Viviani, Vadim R.; Bechara, Etelvino J.H. (1997). "Bioluminescence and Biological Aspects of Brazilian Railroad-Worms (Coleoptera: Phengodidae)". Annals of the Entomological Society of America. 90 (3): 389–398. doi:10.1093/aesa/90.3.389.

19-Marek, Paul; Papaj, Daniel; Yeager, Justin; Molina, Sergio; Moore, Wendy (2011). "Bioluminescent aposematism in millipedes". Current Biology. 21 (18): R680–R681. doi:10.1016/j.cub.2011.08.012. PMC 3221455. PMID 21959150.

20-Meyer-Rochow, V. B.; Moore, S. (1988). "Biology of Latia neritoides Gray 1850 (Gastropoda, Pulmonata, Basommatophora): the Only Light-producing Freshwater Snail in the World". Internationale Revue der gesamten Hydrobiologie und Hydrographie. 73 (1): 21–42. doi:10.1002/iroh.19880730104.

21-Deheyn, Dimitri D.; Wilson, Nerida G. (2010). "Bioluminescent signals spatially amplified by wavelength-specific diffusion through the shell of a marine snail". Proceedings of the Royal Society. 278 (1715): 2112–2121. doi:10.1098/rspb.2010.2203.

22-Bowlby, Mark R.; Edith Widder; James Case (1990). "Patterns of stimulated bioluminescence in two pyrosomes (Tunicata: Pyrosomatidae)". Biological Bulletin. 179 (3). JSTOR 1542326.

23-Encyclopedia of the Aquatic World. Marshall Cavendish. January 2004. p. 1115. ISBN 978-0-7614-7418-0.

24-Copeland, J.; Daston, M.M. (1989). "Bioluminescence in the terrestrial snail Quantula (Dyakia) striata". Malacologia. 30 (1–2): 317–324.

25-Young, Richard Edward (October 1983). "Oceanic Bioluminescence: an Overview of General Functions". Bulletin of Marine Science. 33 (4): 829–845.

26-Martin, R. Aidan. "Biology of Sharks and Rays: Cookiecutter Shark". ReefQuest Centre for Shark Research. Retrieved 13 March 2013.

27-Milius, S. (1 August 1998). "Glow-in-the-dark shark has killer smudge". Science News. Retrieved 13 March 2013.

28-Eisner, Thomas; Goetz, Michael A.; Hill, David E.; Smedley, Scott R.; Meinwald, Jarrold (1997). "Firefly "femmes fatales" acquire defensive steroids (lucibufagins) from their firefly prey". Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94 (18): 9723–9728. Bibcode:1997PNAS...94.9723E. doi:10.1073/pnas.94.18.9723. PMC 23257.

29-Sullivan, Rachel. "Out of the darkness". ABC Science. Retrieved 17 December 2014.

30-Greven, Hartmut; Zwanzig, Nadine (2013). "Courtship, Mating, and Organisation of the Pronotum in the Glowspot Cockroach Lucihormetica verrucosa (Brunner von Wattenwyl, 1865) (Blattodea: Blaberidae)". Entomologie heute. 25: 77–97.

31-Merritt, David J. (2013). "Standards of evidence for bioluminescence in cockroaches". Naturwissenschaften. 100 (7): 697–698. Bibcode:2013NW....100..697M. doi:10.1007/s00114-013-1067-9. PMID 23740173.

32-Douglas, R.H.; Mullineaux, C.W.; Partridge, J.C. (29 September 2000). "Long-wave sensitivity in deep-sea stomiid dragonfish with far-red bioluminescence: evidence for a dietary origin of the chlorophyll-derived retinal photosensitizer of Malacosteus niger". Philosophical Transactions of the Royal Society B. 355 (1401): 1269–1272. doi:10.1098/rstb.2000.0681. PMC 1692851. PMID 11079412.

33-Bone, Quentin; Moore, Richard (1 February 2008). Biology of Fishes. Taylor & Francis. pp. 8: 110–111. ISBN 978-1-134-18630-3.

34-Koo, J.; Kim, Y.; Kim, J.; Yeom, M.; Lee, I. C.; Nam, H. G. (2007). "A GUS/Luciferase Fusion Reporter for Plant Gene Trapping and for Assay of Promoter Activity with Luciferin-Dependent Control of the Reporter Protein Stability". Plant and Cell Physiology. 48 (8): 1121–31. doi:10.1093/pcp/pcm081. PMID 17597079.

35-Nordgren, I. K.; Tavassoli, A. (2014). "A bidirectional fluorescent two-hybrid system for monitoring protein-protein interactions". Molecular BioSystems. 10 (3): 485–490. doi:10.1039/c3mb70438f. PMID 24382456.

36-Xiong, Yan Q.; Willard, Julie; Kadurugamuwa, Jagath L.; Yu, Jun; Francis, Kevin P.; Bayer, Arnold S. (2004). "Real-Time in Vivo Bioluminescent Imaging for Evaluating the Efficacy of Antibiotics in a Rat Staphylococcus aureus Endocarditis Model". Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 49 (1): 380–7. doi:10.1128/AAC.49.1.380-387.2005. PMC 538900. PMID 15616318.

37-Di Rocco, Giuliana; Gentile, Antonietta; Antonini, Annalisa; Truffa, Silvia; Piaggio, Giulia; Capogrossi, Maurizio C.; Toietta, Gabriele (1 September 2012). "Analysis of biodistribution and engraftment into the liver of genetically modified mesenchymal stromal cells derived from adipose tissue". Cell Transplantation. 21 (9): 1997–2008. doi:10.3727/096368911X637452. PMID 22469297.

38-Zhao, Dawen; Richer, Edmond; Antich, Peter P.; Mason, Ralph P. (2008). "Antivascular effects of combretastatin A4 phosphate in breast cancer xenograft assessed using dynamic bioluminescence imaging and confirmed by MRI". The FASEB Journal. 22 (7): 2445–51. doi:10.1096/fj.07-103713. PMC 4426986. PMID 18263704.

38-Ow, D.W.; Wood, K.V.; DeLuca, M.; de Wet, J.R.; Helinski, D.R.; Howell, S.H. (1986). "Transient and stable expression of the firefly luciferase gene in plant cells and transgenic plants". Science. 234 (4778). American Association for the Advancement of Science. pp. 856–856. Bibcode:1986Sci...234..856O. doi:10.1126/science.234.4778.856. ISSN 0036-8075.

40-Altura, M.A.; Heath-Heckman, E.A.; Gillette, A.; Kremer, N.; Krachler, A.M.; Brennan, C.; Ruby, E.G.; Orth, K.; McFall-Ngai, M.J. (2013). "The first engagement of partners in the Euprymna scolopes-Vibrio fischeri symbiosis is a two-step process initiated by a few environmental symbiont cells". Environmental Microbiology. 15 (11): 2937–50. doi:10.1111/1462-2920.12179. PMC 3937295. PMID 23819708.

41-"Comprehensive Squid-Vibrio Publications List". University of Wisconsin-Madison. Archived from the original on 19 October 2014.

42-Ludwig Institute for Cancer Research (21 April 2003). "Firefly Light Helps Destroy Cancer Cells; Researchers Find That The Bioluminescence Effects Of Fireflies May Kill Cancer Cells From Within". Science Daily. Retrieved 4 December 2014