Foi semeado por esgotamento semear em ágar sangue (AS) e ágar MacConkey (MC).

A nasofaringe é uma região naturalmente colonizada por uma microbiota mista com Gram-positivos e Gram-negativos, por isso, é importante usar um meio enriquecido (AS) para bactérias mais exigentes e Gram-positivas e um meio seletivo (MC), para identificar possíveis gram-negativas patogênicas. O ágar sangue é um meio de cultura enriquecido e não seletivo, que permite o crescimento de uma grande variedade de bactérias, incluindo as bactérias exigentes (fastidiosas) que podem estar presentes na nasofaringe, como Streptococcus pneumoniae, Streptococcus pyogenes, Haemophilus spp., e Neisseria spp, além de favorecer o crescimento, o ágar sangue permite observar reações hemolíticas (α, β ou γ-hemólise), o que auxilia na identificação preliminar das espécies bacterianas (exemplo: e. pneumoniae → α-hemólise coloração esverdeada, s. pyogenes → β-hemólise halo claro ao redor das colônias). Já O ágar MacConkey é um meio seletivo e diferencial voltado para o crescimento de bactérias gram-negativas, especialmente bacilos entéricos, ele contém sais biliares e cristal violeta, que inibem o crescimento de gram-positivos, permitindo o isolamento apenas de gram-negativos.

A imagem mostra as 5 placas que foram semeadas com a amostra, onde foi feito a semeadura com só uma estria em zigue-zague placas com MC na 1, 2 e 3, e semeadura por esgotamento no AS nas placas 1, 2 e 3

A coloração de gram, o resultado depende da estrutura da parede celular bacteriana, sendo bactérias gram-positivas têm uma parede espessa de peptidoglicano, que retém o corante cristal violeta mesmo após a etapa de descoloração com álcool ou acetona, por isso, permanecem roxas ao final da coloração. Já bactérias gram-negativas têm uma camada fina de peptidoglicano e uma membrana externa lipídica, elas perdem o corante violeta na descoloração e, após o uso da safranina (contracorante), ficam rosadas ou avermelhadas.

Portanto, como todas as amostras A1, A2 e A3 apresentam bactérias coradas de roxo, o resultado é confirmado gram-positivo, nas amostras 1 e 2 tema arranjos mais agrupados, e na amostra 3 tema arranjos mais espaçados e cadeias mais curtas isoladas.

A qualidade dos resultados microbiológicos depende diretamente da forma como a amostra é coletada, uma coleta inadequada pode levar a contaminação e falsos resultados, comprometendo o diagnóstico.

O tipo de amostra mais comum para urocultura é a urina do jato médio da primeira urina da manhã, pois apresenta maior concentração bacteriana

Cuidados importantes, higienização prévia, o paciente deve realizar a higiene da região genital com água e sabão antes da coleta, para reduzir a contaminação por microbiota da pele e mucosas. Descarte do primeiro jato, o primeiro fluxo de urina deve ser descartado, coletando-se o jato médio diretamente no frasco estéril. Uso de recipiente adequado, o frasco deve ser estéril, seco e de boca larga, devidamente identificado com nome, data e horário da coleta. Transporte rápido: a amostra deve ser enviada ao laboratório em até 2 horas após a coleta. Caso isso não seja possível, deve ser refrigerada a 4 °C por no máximo 24 horas.

As amostra 1 e 2 foram semeadas com o meio cled e Mc, todas as amostras tiveram mais de ≥100.000 UFC/Ml

CLED: Meio não seletivo, mas diferencial pela fermentação da lactose. É comumente usado em urocultura, pois permite o crescimento de a maioria dos patógenos urinários e inibe o swarming (espalhamento) de Proteus.

MC (MacConkey Agar): meio seletivo (para gram-negativos) e diferencial pela fermentação da lactose.

A1 - CLED: apresenta crescimento de colônias amarelas em um fundo que também se tornou amarelo, indica, microrganismo lactose-Positivo (fermenta a lactose). Isso pode ser compatível com bactérias como Escherichia coli, Klebsiella spp., Enterobacter spp., ou Staphylococcus spp., entre outras.

A2 - CLED, apresenta crescimento de colônias que parecem ser de cor verde-azulada ou da cor original do meio, sem mudar o fundo para amarelo, indica microrganismo lactose-Negativo (não fermenta a lactose). Isso é compatível com bactérias como Proteus spp., Pseudomonas spp., ou outros bacilos Gram-negativos não fermentadores.

A1 - MC, apresenta crescimento de colônias vermelhas/rosas intensas no meio, indica: Microrganismo lactose-Positivo, isso confirma o resultado do CLED para a amostra A1 e indica que o microrganismo é um bacilo Gram-negativo.

A2 - MC, apresenta crescimento de colônias que parecem ser incolores/amareladas pálidas no meio, sem a cor rosa/vermelha característica, indica microrganismo lactose-negativo. Isso confirma o resultado do CLED para a amostra A2 e indica que o microrganismo é um bacilo Gram-negativo.

Conclusão Presuntiva:

Amostra A1, o microrganismo isolado é um bacilo gram-negativo, fermentador de lactose. O patógeno mais comum com esse perfil em urocultura é a Escherichia coli.

Amostra A2: O microrganismo isolado é um bacilo gram-negativo, não fermentador de lactose, patógenos comuns com esse perfil em urocultura incluem Proteus spp. ou Pseudomonas spp.

fibrinogênio do plasma → fibrina → causando a coagulação do mesmo. A prova da coagulase é

utilizada para identificar Staphylococcus aureus e diferenciá-lo de outras espécies do gênero. A enzima coagulase está presente em duas formas: na forma livre e na forma ligada à célula. A coagulase ligada à célula é detectada pelo método da lâmina e a livre pelo método do tubo.A prova da coagulase é

utilizada para identificar Staphylococcus aureus e diferenciá-lo de outras espécies do gênero. O teste de tubo consiste na mistura de uma cultura em meio líquido de um dia para o outro ou de colônias de um meio ágar com o plasma.

O teste da coagulase foi realizado para diferenciar espécies de Staphylococcus.
A amostra A1 apresentou formação de coágulo, caracterizando resultado positivo, compatível com Staphylococcus aureus.
Já a amostra A2 permaneceu líquida, indicando resultado negativo, característico de Staphylococcus coagulase-negativo (SCN), como S. epidermidis ou S. saprophyticus.

Amostra A1 (imagem de cima o tubo escurecido), o meio está escuro, quase preto, isso indica um teste positivo para bile esculina, a reação positiva ocorre porque a bactéria hidrolisou a esculina, liberando esculetina, que reage com os íons de ferro do meio, formando um complexo escuro (preto).

Resultado positivo: a bactéria hidrolisa a esculina na presença de bile, possíveis gêneros: Enterococcus ou Streptococcus do grupo D.

Amostra A2 (imagem de baixo – meio amarelado/sem escurecimento), o meio permanece claro/amarelado, sem formação de precipitado escuro, isso significa que não houve hidrólise da esculina.

Resultado negativo: a bactéria não é capaz de hidrolisar a esculina na presença de bile.

Na amostra A2, cultivada em ágar sangue, foi possível observar um halo translúcido ao redor das colônias, caracterizando hemólise beta. Esse tipo de hemólise ocorre devido à lise completa das hemácias presentes no meio, sendo também uma característica típica de Staphylococcus aureus.

Portanto, a associação dos resultados obtidos fermentação positiva do manitol e hemólise beta, sugere que o microrganismo analisado é Staphylococcus aureus, uma bactéria Gram positiva, coagulase positiva.

No EMB também dar para ver fermentação de lactose, quando fermenta fica um roxo escuro ou até preto, e quando não fermenta fica claro ou transparente. E a amostra 3, de fezes, foi a única das 3 que deu certo, e teve crescimento

A amostra ideal corresponde a 1 a 2 gramas de fezes. O paciente deve evacuar em um recipiente limpo e seco, evitando a contaminação com urina ou água do vaso sanitário. É crucial não utilizar papel higiênico na coleta, pois ele pode estar impregnado de substâncias inibidoras (como sais de bário). A amostra deve ser transferida para um frasco sem conservante ou, de preferência, utilizando um meio de transporte líquido com swab. Ao usar o meio de transporte, o swab deve ser mergulhado nas fezes recém-colhidas, inserido no meio e encaminhado ao laboratório em temperatura ambiente.

RESULTADOS DAS PLACAS:

A3 - MC (MacConkey): cresceu, mas não fermentou. Confirmação: bacilo gram-negativo e não Fermentador de lactose. As colônias são incolores/amarelas pálidas e o meio manteve a cor âmbar original, indicando que não houve produção de ácido pela fermentação da lactose.

A3 - SS (Salmonella Shigella): cresceu e tem colônias pretas, indica produção de H2S característico de Salmonella. Confirmação: bacilo gram-negativo, não fermentador de lactose e produtor de H2S. O tiossulfato de sódio e o citrato férrico de amônio no meio reagem com o H2S produzido, formando precipitado de sulfeto ferroso preto no centro das colônias. Este é um resultado clássico de Salmonella.

A3 - HE: cresceu, não fermentou porque ficou verde, tem colônias pretas, produção H2S. Confirmação: bacilo Gram-negativo, não fermentador e produtor de H2S, o meio HE tem cor verde original. O crescimento de colônias verde-azuladas ou transparentes com centro preto reforça a característica de não fermentador de carboidratos e a produção de H2S. Este perfil é altamente sugestivo de Salmonella.

A3 - EMB: cresceu, ficou com colônia transparente, indica que não fermenta lactose, além de ser seletivo para gram-negativo assim como o MC. Confirmação, bacilo gram-negativo e não fermentador de lactose. As colônias incolores/transparentes (sem o brilho metálico ou a cor roxa) indicam que o microrganismo não fermentou a lactose, o que é compatível com Salmonella.

Resultado: deu negativo nas 3 amostras em questão, pois a fita não apresenta a mudança de cor. Este resultado é compatível com a família Enterobacteriaceae. Como a Salmonella pertence à família Enterobacteriaceae, ela é tipicamente oxidase negativa.

Portanto, o resultado da oxidase negativa reforça a identificação presuntiva de salmonella spp, que já era fortemente sugerida pelos resultados dos meios seletivos e diferenciais (MacConkey, SS e Hektoen, onde a amostra cresceu como não fermentadora de lactose e produtora de H2S.

Finalidade: O meio Rugai é utilizado para avaliar a fermentação de carboidratos (glicose e lactose), a produção de gás e de H₂S, além da atividade da urease. É um meio diferencial importante para identificação de enterobactérias.
Interpretação: Houve fermentação da glicose nos três tubos, evidenciada pela coloração amarela na base. Nos tubos 2 e 3 foram observadas bolhas e rachaduras, indicando produção de gás. Também nos tubos 2 e 3 ocorreu escurecimento do fundo, confirmando a produção de H₂S. A reação da urease foi positiva apenas em um tudo com a coloração azulada. Esses resultados sugerem uma bactéria fermentadora de glicose, produtora de gás, H₂S e urease.

Finalidade: O meio LMI (Lisina, Motilidade e Indol) permite avaliar a descarboxilação da lisina e da ornitina, além da motilidade bacteriana e produção de indol. É utilizado para diferenciar espécies de enterobactérias. Hidrólise da ureia:

Na amostra 3 não foi observada nenhuma mudança na cor do meio no fundo do tubo, indicando que a bactéria não é capaz de sintetizar a enzima urease. Portanto, o resultado foi negativo. Desaminação do L-Triptofano:

Na amostra 3 não foi observada a coloração verde-garrafa típica dessa reação, indicando ausência de atividade enzimática relacionada. Portanto, o resultado foi negativo.

Fermentação da glicose:

Na amostra 3, a fermentação da glicose apresentou-se parcialmente mascarada.

Mesmo assim, constatou-se crescimento bacteriano, evidenciado pela alteração na coloração do meio. Caso não houvesse crescimento, o meio teria permanecido verde e inalterado.

Dessa forma, o resultado é positivo, demonstrando que a bactéria é capaz de fermentar a glicose.

Produção de gás:

Na amostra 3 foi possível observar a formação de bolhas no meio de cultura, além de uma leve coloração amarelada, o que confirma a liberação de gás pela bactéria.

Assim, o resultado é positivo.

Produção de H₂S:

A amostra 3 apresentou escurecimento na base do tubo, evidenciando a produção de sulfeto de hidrogênio (H₂S).

Portanto, o resultado é considerado positivo.

Finalidade: O meio MIO avalia três características: motilidade, produção de indol e descarboxilação da ornitina.
Interpretação: Observou-se turvação total em todos os tubos, indicando que as amostras são móveis (motilidade positiva). Apenas o tubo 3 apresentou anel vermelho após adição do reagente, confirmando produção de indol — ou seja, esta bactéria consegue degradar o triptofano. As demais amostras foram negativas para o teste do indol.

Finalidade: O teste de vermelho de metila (VM) verifica a capacidade de a bactéria realizar fermentação mista, produzindo grande quantidade de ácidos estáveis.
Interpretação: Todos os tubos ficaram vermelhos após adição do reagente, indicando reação positiva. Isso demonstra que as bactérias fermentam glicose com formação de ácidos fortes e estáveis, o que reduz o pH do meio.

Finalidade: Esse meio é usado para verificar se a bactéria é capaz de desaminar a fenilalanina, produzindo ácido fenilpirúvico.
Interpretação: Somente um tubo apresentou coloração verde após adição do reagente, caracterizando resultado npositivo em apenas uma amostra. Assim, as bactérias testadas em apenas um tubo possue a enzima fenilalanina desaminase.

Finalidade: Este meio serve para verificar a capacidade da bactéria em fermentar o açúcar rhamnose, produzindo ácido.
Interpretação: A coloração amarela em dois tubos indicam fermentação positiva da rhamnose. Isso significa que as bactérias testadas são capazes de metabolizar esse carboidrato, gerando ácido e reduzindo o pH do meio. O meio roxo (tubo do meio) indica fermentação negativa da rhamnose.

A partir dessa análise, observou-se que o conjunto de reações obtidas corresponde ao código 1944, o qual, segundo a tabela de referência, indica a presença provável da bactéria Salmonella enteritidis. Essa espécie é um importante patógeno entérico pertencente à família Enterobacteriaceae, frequentemente associada a casos de gastroenterite e infecções alimentares em humanos.

O resultado confirma que a amostra analisada contém um bacilo Gram-negativo, não fermentador de lactose e móvel, características compatíveis com o gênero Salmonella. Dessa forma, os testes realizados demonstraram a eficácia dos métodos bioquímicos na identificação bacteriana e reforçam a importância do uso de kits padronizados para a obtenção de resultados confiáveis no diagnóstico microbiológico.