TP2: Les pigments photosynthétiques --> ECE 62, 76, 77, 78
TP3 -TP4: Les phases de la photosynthèse --> ECE 63

- Filtrer et placer à l’obscurité ( avec du papier aluminium ) : on obtient la solution de chlorophylle brute 

- Placer la solution de chlorophylle brute ( Test ) dans la cuve du spectrophotomètre et régler pour des absorbances à 400 450 500 550 600 650 700 et 750 

- Comparer avec l’absorbance de la solution de blanc ( Témoin = alcool )

- Déduire des pics d’absorptions les plus élevés les longueurs d’onde à privilégier sur les led pour une photosynthèse optimale 

On émet l’hypothèse que la photosynthèse des feuilles d’épinards sera maximale pour des longueurs d’ondes du domaine du rouge et du bleu.

 On cherche à identifier, par chromatographie, une cause possible de la diminution de la capacité photosynthétique d’un végétal après un séjour prolongé a l’obscurité.

Démarche :

 On réalise deux chromatographies permettant de mettre en évidence les pigments photosynthétiques tels que la chlorophylle a ou b qui permettent de capter l'énergie lumineuse et donc sont responsables de la photosynthèse :

On dépose le mélange extrait préalablement du végétal grâce a un agitateur en verre puis on le dépose sur le papier pour chromatographie.

Le solvant va permettre au différents constituants du mélange de migrer .

On pourra donc par la suite les identifier grâce à leur position caractéristique.

Résultats attendus :

si en comparant les résultats test et témoin,on observe que la quantité de chlorophylle a et b a diminuée dans la feuille d’endive placée a l’obscurité on pourra en déduire que ce facteur est une cause de la perte d’efficacité de la photosynthèse.

Problème : On cherche à déterminer si la catalase du patient est fonctionnelle . 

Démarche : On réalise une première expérience (témoin)  en introduisant 10 ml de peroxyde d’hydrogène (substrat) et 2 ml de catalase fonctionnelle . On sait que la catalyse du peroxyde d’hydrogène produit de l’O2 donc à l’aide d’une sonde on mesure en continu la quantité d’O2 produite grâce au logiciel Exao (toutes les minutes pendant 4 minutes ).

On répète ensuite cette expérience mais en introduisant dans le substrat la catalase du patient (expérience test) . 

On mesure encore une fois la quantité d’O2 et on la compare à celle de l’expérience témoin . 

Résultats : Si les quantité d’O2 mesurées sont proches ou égales alors la catalase du patient est fonctionnelle mais si elle est plus faible voir nulle, elle n’est pas fonctionnelle . 

 

Afin de déterminer le traitement nécessaire, on va devoir d’abord déterminer le type de diabète du chat. Pour cela, on va observer au microscope les lames histologiques du pancréas et du foie du chat.

 

On s’attend à voir, que si le chat est atteint du diabète de type 1, au niveau du pancréas des cellules Bêta (et donc une partie des ilots de Langerhans) soient détruites. Au niveau du foie, on s’attend à voir un foie normal car les atteintes hépatiques sont rares.

On s’attend à voir que si le chat est atteint de diabète de type 2, au niveau du foie une stéatose hépatique (foie gras avec présence de vacuole lipidiques dans les cellules hépatiques). Au niveau du pancréas, on s’attend à ne rien voir d’anormal car il est peu modifié dans ce type de diabète.

-On prépare une lame de chlorophylle végétale afin de l’observer au microscope et voir s’il y a un déplacement de chloroplaste : à l’aide de la pince et du ciseau on prélève une fine portion de végétal chlorophyllien. Ensuite on dépose sur une goutte d’eau en évitant les bulles d’aires sur la lame et on pose la lamelle. Cette lame sera notre témoin.

-On ajoute l’extrait laurier de cerise qui est un inhibiteur grâce à une pipette pasteur munie d’une poire entre la lame et la lamelle.

-On place les deux lames sous une lampe car la lumière favorise le mouvement (la photosynthèse à lieu à la lumière, il a production d’énergie ATP)

-On observe au microscope les deux lames l’une après l’autre.

Résultat supposé : on s’attend à voir un mouvement de chloroplaste (cyclose) sur la lame témoin car suite à son exposition à la lumière il a eu production d’énergie ce qui permet le mouvement en ce qui concerne la lame contenant l’extrait de laurier les chloroplastes sont immobiles car la production d’énergie permettant le mouvement est inhibé par le laurier).

Protocole : 

- on dispose dans l'enceinte avec le dispositif d'agitation une des souches de micro-organisme(2,5ml)

-On mesure a l'aide de la sonde ExAO l'évolution de la quantité de O2 de T=Omin à T=5min puis on ajoute le polluant 5(2,5ml)

-On répète cette même expérience avec l'autre souche de micro-organismes(MO)

Résultats attendus : On s'attend à ce que la quantité de O2 diminue après l'injection du polluant. La quantité d'O2 diminuera plus rapidement et en plus grande quantité avec une des souche de MO que l'autre.

Démarche : On réalise une première expérience (témoin)  en introduisant 10 ml de peroxyde d’hydrogène (substrat) et 2 ml de catalase fonctionnelle . A l’aide d’une sonde on mesure la quantité d’O2 grâce au logiciel Exao pendant une durée de 4 minutes . 

On répète ensuite cette expérience mais en introduisant dans le substrat la catalase du patient (expérience test) . 

On mesure encore une fois la quantité d’O2 et on la compare à celle de l’expérience témoin . 

Résultats : Si les quantité d’O2 mesurées sont proches ou égales alors la catalase du patient est fonctionnelle mais si elle est plus faible voir nulle, elle n’est pas fonctionnelle .