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Las proteínas ​ o prótidos​ son macromoléculas formadas por cadenas lineales de aminoácidos. Las proteínas están formadas por aminoácidos y esta secuencia está determinada por la secuencia de nucleótidos de su gen correspondiente.

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– Hormonas

Esta proteína es secretada por la glándula endocrina. Generalmente transportadas a través de la sangre, las hormonas actúan como mensajeros químicos que transmiten información de una célula a otra.

– Enzimas o catalizadores

Estas proteínas aceleran los procesos metabólicos en la célula, incluida la función hepática, la digestión o convierten el glucógeno en glucosa, y más.

– Estructurales

Las proteínas estructurales, también conocidas como proteínas grasas, son componentes esenciales de nuestro cuerpo. Incluye colágeno, queratina y elastina.
El colágeno se encuentra en el tejido conectivo, el hueso y el cartílago, como la elastina.
La queratina es una parte del cabello, las uñas, los dientes y la estructura de la piel.

– Defensivas

Estas proteínas tienen funciones inmunes o anticuerpos, reteniendo bacterias. Los anticuerpos se forman en los glóbulos blancos y en bacterias, virus y otros microorganismos dañinos invasores.

– De almacenamiento

Las proteínas de almacenamiento almacenan iones minerales como el potasio o el hierro. Su función es importante, por ejemplo, el almacenamiento de hierro es importante para evitar los efectos negativos de este material.

– De transporte

Una de las funciones de las proteínas es transportarlas a nuestro cuerpo, ya que transportan minerales a las células. Por ejemplo, la hemoglobina transporta oxígeno desde el tejido a los pulmones.

– Los receptores

Estos receptores generalmente se encuentran fuera de la célula para controlar las sustancias que ingresan en ellos. Por ejemplo, las neuronas GABAérgicas contienen diferentes receptores de proteínas en sus membranas.

– Contráctiles

También se conocen como proteínas motoras. Esta proteína controla la fuerza y ​​la velocidad del músculo o la contracción muscular. Por ejemplo, miosina.

3. Según su forma

La autenticación es una orientación tridimensional adquirida por un grupo de características de las moléculas de proteínas en el espacio, en función de la libertad que tienen para realizar.

– Proteína fibrosa

Están formados por cadenas de polipéptidos paralelos. El colágeno y la queratina son ejemplos. Tienen una alta durabilidad al corte e insolubles en agua y soluciones salinas. Son proteínas estructurales.

– Proteínas Globulares

Una cadena polipeptídica auto-circulante, que causa macroestructura esférica. Suelen ser solubles en agua y, en general, son proteínas de transporte.

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Están formados, en particular, por aminoácidos.

– Heteroproteína o proteína conjugada

Generalmente están formados por componentes que no son aminoácidos y pueden:

Glicoproteína : una estructura con azúcar.

Lipoproteína : estructura lipídica

Nucleoproteína : unida al ácido nucleico. Por ejemplo, cromosomas y ribosomas.

Metaloproteínas : contienen moléculas de uno o más iones metálicos. Por ejemplo: algunas enzimas.

Hemoproteína o cromoproteína : tienen grupos hemo en su estructura. Ejemplo: hemoglobina.

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La síntesis de proteínas va íntimamente relacionado con el dogma central de la biología molecular el cual consiste en la generación de moléculas de ARN o RNA, para permitir a nivel citoplasmático la síntesis de proteínas, conocido también como proceso de decodificación. Propuesto inicialmente por Francis Crick, 1958. El producto final es la creación de proteínas y recibe en nombre de síntesis de proteínas. Éste consiste de dos procesos: transcripción y traducción. La transcripción ocurre en el núcleo. Utiliza el ADN como modelo para crear una molécula de ARN. EL ARN luego sale del núcleo y va a un ribosoma en el citoplasma, donde ocurre la traducción. La traducción lee el código genético en el ARNm y crea una proteína.

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La bioinformática evoluciona con el análisis de la información genómica y proteómica; actualmente se estudian las interacciones proteínaproteína y proteínaADN. Se ha visto que las investigaciones más rigurosas y relevantes que apoyan en el desarrollo del campo de las ciencias de la salud, es la simulación de plegamiento de proteínas y las interacciones que sufren una vez alcanzada su forma tridimensional

# data[].attributes.body
Antheprot    2000 V6.0 release 1.1.54 | http://antheprot-pbil.ibcp.fr | Herramienta para el análisis de proteínas.

BioEdit 7.0.9 | http://www.mbio.ncsu.edu/BioEdit/bioedit.html | Programa que contiene múltiples herramientas para el análisis de secuencias biológicas.

Blast 2.2.21 ia32 win32
| ftp://ftp.ncbi.nih.gov/blast/ | Versión “standalone” del programa BLAST para la  búsqueda en bases de datos.
Chroma | http://www.lg.ndirect.co.uk/chroma/
(descontinuado) | Programa para la edición de alineamientos múltiples de secuencias.

Cinema 5.021 beta | http://aig.cs.man.ac.uk/research/utopia/utopia.php | Programa para la edición de alineamientos múltiples.

Clustalw 2.0.11 | ftp://ftp-igbmc.u-strasbg.fr/pub/ClustalW/
http://bips.u-strasbg.fr/fr/Documentation/ClustalX/ | Programa para calcular alineamientos múltiples. Versión con interfaz en modo textual (Para DOS y XP).

Clustalx 2.0.11 | ftp://ftp-igbmc.u-strasbg.fr/pub/ClustalX/
http://bips.u-strasbg.fr/fr/Documentation/ClustalX/ | Programa para calcular alineamientos múltiples. Versión con  interfaz gráfica para Windows.

PubMed 3D Chem Viewer | http://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/pc3d/ | Programa para la visualización de moléculas. Especialmente moléculas pequeñas. Se utiliza para visualizar moléculas de la base de datos PubChem compound del NCBI

UniProt es un repositorio central de datos gratuito sobre proteínas. Esto lo ha convertido en el recurso líder a nivel mundial en cuanto al almacenamiento de información sobre proteínas. La mayoría de entradas proviene de proyectos de secuenciación del genoma, y se encuentran publicadas en revistas científicas https://www.uniprot.org/blast/

UniProtKB/Swiss-Prot es el componente curado por expertos de UniProtKB (producido por el consorcio UniProt). Contiene cientos de miles de descripciones de proteínas, incluida la función, la estructura del dominio, la ubicación subcelular, las modificaciones postraduccionales y las variantes funcionalmente caracterizadas. https://www.expasy.org/resources/uniprotkb-swiss-prot

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Las proteínas son las moléculas orgánicas más abundantes en la célula, ellas
constituyen más del 50% del peso seco de la célula. Cada tipo celular, tiene un rol
específico determinado por su composición proteica. Con la posibilidad de que 20 (o 22)
aminoácidos diferentes puedan estar unidos en cualquier orden para conformar
polipéptidos de cientos de aminoácidos, tienen el extraordinario potencial de producir una
gran cantidad de variantes en su conformación. Esta variedad permite a las proteínas
funciones tan refinadas como las de las enzimas que permiten el metabolismo celular.
Una bacteria puede tener cerca de 1000 proteínas diferentes, en una célula humana
puede haber más de 10.000 clases de proteínas distintas.
Esta composición depende del conjunto de genes que se estén activando y esto
está relacionado directamente con las señales que recibe la célula, de su micro ambiente
y de las características celulares que le son propias. Es decir que el patrón proteico de
una célula vegetal será distinto al de una célula animal y a su vez una célula hepática de
un ratón, por ejemplo, será distinta de una célula hepática de un humano.
Esta expresión diferencial de proteínas puede ponerse en evidencia mediante una
electroforesis en gel de poliacrilamida. Para esto es necesario extraer las proteínas a
partir de las células que constituyen los tejidos u órganos. Los métodos más utilizados se
basan esencialmente en la homogenización de los tejidos y la destrucción de los límites
celulares por medio de diferentes procedimientos mecánicos y/o químicos. Obteniéndose
lo que se denomina extracto crudo, si es necesario se pueden realizar centrifugaciones
diferenciales para obtener fracciones subcelulares o para aislar organelos específicos.
Básicamente, las proteínas asociadas a membrana quedarán en el pellet y las solubles en
el sobrenadante.
Partiendo del extracto celular, existen varios métodos que permiten purificar una o
más proteínas. Para ello, se somete al extracto a tratamientos que separan las proteínas
en diferentes fracciones basados en algunas propiedades tales como tamaño o carga,
proceso denominado fraccionamiento. Las primeras fases en este proceso utilizan
diferencias en la solubilidad que depende del pH, la temperatura, la fuerza iónica entre
otros factores.
Para la obtención del extracto crudo, al momento de elegir el protocolo a seguir es
importante tener en cuenta:
Material biológico de partida-tipo de organismo: En el caso de órganos u otros tejidos
animales, es necesario disgregarlos antes de proceder a la lisis celular, ya que las células
se encuentran rodeadas de tejido conectivo. En general estas técnicas involucran una
ruptura mecánica grosera. Para esto pueden utilizarse morteros, homogeneizadores
eléctricos, tijeras o tamices metálicos.

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1) Las micropipetas tienen en la parte superior del émbolo su dentificación: P20, P200, P1000, etc. La pipeta P20 sólo puede ser utilizada para medir volúmenes comprendidos entre 1 y 20 ul. La pipeta P200 para los volúmenes comprendidos entre 20 y 200 ul. La pipeta P1000 para volúmenes entre 200 y 1000 ul. 2) Para ajustar el volumen que se desea utilizar, debe girarse la rueda que se encuentra detrás del visor que indica el volumen. La rueda debe ser girada suavemente, NUNCA FORZARLA. NUNCA EXCEDER LOS VALORES ESTABLECIDOS EN EL PUNTO 1, YA QUE SE DESCALIBRA O SE ROMPE. El valor de estas pipetas es aproximadamente u$s 250 Dependiendo la marca y el modelo, los volúmenes se indican de distinta manera, pero en general: a. Para la pipeta P20 los dos superiores indican la decena y la unidad (en microlitros “µl”), el tercer número (que está en otro color) indica la primer cifra después de la coma. b. Para la P200 los tres números indican centena, decena y unidad (en µl) respectivamente. c. Para la P1000 que solo tienen tres cifras en el visor, el primer número (en otro color) corresponde a la unidad de mil µl, los otros dos la centena y la decena. Otros modelos tiene los cuatro dígitos correspondientes al millar, centena, decena y unidad. SIEMPRE TRABAJAR CON LAS MUESTRAS EN HIELO PARA EVITAR LA DEGRADACIÓN DE LAS MUESTRAS POR ACCIÓN DE LAS PROTEASAS Extracción de proteínas: Tejido animal 1) Colocar un trozo de tejido en el mortero sobre el hielo. 2) Agregar 200 µl buffer RIPA. 3) Homogeneizar con el vástago hasta disgregar el tejido. 4) Centrifugar 15 minutos a 14.000 rpm a 4°C 5) Colocar el sobrenadante en un eppendorf y conservar en hielo. Buffer RIPA: Tris-HCl pH 7.5 50 mM; EDTA 1 mM; NaCl 100 mM; NP-40 1 % Cultivo celular eucariota: 1) Lavar la monocapa con PBS. Introducción a la Biología Celular y Molecular IBCM 4 2) Agregar 1 ml por placa de Petri de TNE, levantar la monocapa con escobilla y pasar a un eppendorf. Incubar 10 minutos en hielo. 3) Centrifugar 2 minutos a 6000 rpm. 4) Resuspender en 40 µl de buffer RIPA, mantener en hielo durante aprox. 30 minutos. 5) Centrifugar 15 minutos a 14.000 rpm a 4°C 6) Colocar el sobrenadante en un eppendorf y conservar en hielo. TNE: Tris-HCl pH 7.5 10 mM; EDTA 1 mM; NaCl 150 mM Buffer RIPA: Tris-HCl pH 7.5 50 mM; EDTA 1 mM; NaCl 100 mM; NP-40 1 % Cultivo de bacterias: 1) Colectar 1,5 ml de bacterias de un cultivo líquido por centrifugación a 5000 rpm por 3 minutos y descartar el sobrenadante 2) Repetir el paso 1 en el mismo tubo (para duplicar la cantidad de material de partida) 3) Resuspender en aproximadamente 500 ul de PBS. 4) Sonicar la muestra. (3 ciclos de 10-20 segundos cada uno, intercalando con 2 minutos de incubación en hielo. Potencia: 3 Watts) 5) Centrifugar 15 minutos a 10000 rpm a 4°C. 6) Colocar el sobrenadante en un eppendorf y conservar en hielo. Cuantificación de proteínas: Se utilizará el reactivo de Bradford (Bio-rad) para cuantificar el extracto de proteínas bacterianas: 1) Preparar el reactivo diluyendo una parte del concentrado en 4 partes de agua desionizada. (Una vez diluído puede conservarse a temperatura ambiente hasta 2 semanas) 2) Preparar 5 diluciones de la proteína estandar (BSA) entre 0,05 mg/ml a 1 mg/ml. 3) Para cada realizar la curva del estándar, colocar 200 µl del reactivo a cada pocillo de una placa de 96 pocillos (microplaca). Agregar 10 ul de cada dilución del estándar (por duplicado) 4) Para las muestras, Realizar primero 2 diluciones seriadas 1/10 en PBS. Colocar 200 µl del reactivo y 10 ul de cada muestra y sus diluciones en los pocillos, también por duplicado. CAMBIAR EL TIP AL AGREGAR CADA MUESTRA. 5) Realizar un blanco utilizando PBS en vez de la muestra de proteínas. 6) Incubar a temperatura ambiente por 5 minutos (hasta no más de 1 hora). 7) Medir la absorbancia a 595 nm en un lector de microplacas. Se utilizará el reactivo de Lowry modificado (Bio-rad) para cuantificar los extractos de tejido animal y cultivo celular, que contienen detergente: 1) Reactivo A’: mezclar 20 µl de reactivo S con 1 ml de reactivo A (Esta modificación se realiza cuando la muestra de proteínas a medir contiene detergentes) 2) Preparar 5 diluciones del estándar de BSA (en un rango entre 0,2 y 5 mg/ml) en buffer RIPA Introducción a la Biología Celular y Molecular IBCM 5 3) Agregar 25 µl de reactivo A’ a cada pocillo 4) Realizar 2 diluciones seriadas 1/10. Sembrar 5 µl de cada muestra y de la curva por duplicado. Mezclar bien con la micropipeta luego del agregado de cada muestra y CAMBIAR EL TIP ENTRE MUESTRAS. 5) Agregar 200 µl de reactivo B, y agitar la placa por 5 segundos. 6) Incubar 15 minutos y medir absorbancia a 750 nm (la reacción es estable por una hora)

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Aislamiento de las células
y sus partes: descripción

Los tejidos animales y vegetales contienen una mezcla de tipos celulares y la
mayoría de las células contiene múltiples organelos subcelulares. Con el fin de
estudiar células y organelos en aislamiento, es deseable tener una población
homogénea de células.

Citometría de flujo Las células individuales pueden identificarse mediante un citómetro de flujo.

Los anticuerpos, acoplados a compuestos fluorescentes que se unen a molé-
culas en la superficie de determinados tipos de células, pueden usarse para

separar células entre sí en un clasificador de células activado por fluorescencia
(FACS).

Fraccionamiento
subcelular

El fraccionamiento subcelular consiste en producir aberturas en una célula

(p. ej., mediante homogeneización) y en la separación de los diversos organe-
los entre sí, de manera habitual, mediante centrifugación. La centrifugación

diferencial separa los organelos subcelulares con base en su tamaño y
densidad. Se usa una ultracentrífuga para generar fuerzas poderosas que
separan los diversos organelos, los cuales sedimentan en el fondo del tubo de
centrifugación. Con fuerzas menores, sedimentan el núcleo, las mitocondrias,
cloroplastos y lisosomas, mientras que se necesitan fuerzas mayores para
que sedimenten el retículo endoplásmico, el aparato de Golgi y la membrana
plasmática. La centrifugación con un gradiente de densidad de equilibrio usa
un gradiente de una solución densa (p. ej., solución de sucrosa) para separar
organelos subcelulares con base en su densidad.

Proteínas marcadoras Una forma conveniente para determinar la pureza de una preparación de
organelos es medir la actividad de una proteína marcadora o enzima en las
diversas fracciones subcelulares. Una proteína marcadora es aquella que se
encuentra sólo dentro de un compartimiento particular de la célula.

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Según los métodos usados a la hora de realizar el proceso de ruptura de la membrana existen dos tipos de lisis: lisis química o lisis mecánica.

Lisis mecánica o por métodos físicos

Óptica: Consiste en la aplicación de pulsos láser para lisar las células, es útil al enfocarse en una sola célula debido a que se puede modular la potencia del láser y direccionarlo a un lugar específico.​

Homogeneización líquida: Las células se rompen al obligarlas a pasar por espacios muy pequeños.

Sonificación: Ondas de alta frecuencia rompen las células.​

Congelamiento: Ciclos de congelación continuos rompen la célula induciendo la formación de cristales.

Lisis química

Lisis alcalina: está basada en la generación de iones OH- con el fin de impulsar el proceso de lisis celular.³​

Lisis celular por medio de detergentes: es una manera más suave de romper la membrana celular por medio de detergentes o agentes caotrópicos que permiten disolver la membrana celular.​

Los detergentes rompen la barrera lipídica solubilizando las proteínas e interrumpiendo la interacción lípido-lípido, lípido-proteína y proteína-proteína. Los detergentes, al igual que los lípidos, se asocian entre ellos y se unen a superficies hidrofóbicas. Se componen de una cabeza polar hidrofílica y una cola no polar hidrofóbica.

No hay un protocolo estándar disponible. El detergente dependerá de la aplicación que se le quiera dar. Muchos estudios en los que se usa electroforesis usan típicamente SDS para desnaturalizar las proteínas por completo. La elección del detergente para la lisis celular dependerá también del tipo de célula. Es importante tomar en cuenta además los buffer usados, el pH, la concentración de sal y la temperatura para la elección del detergente correcto.