# data[].attributes.attachment_caption
Ilustraciones para las preguntas del caso correspondientemente. 

# data[].attributes.headline
Preguntas "Caso de Estudio: Biofilms y resistencia a antibióticos".

# data[].attributes.subject
Preguntas "Caso de Estudio: Biofilms y resistencia a antibióticos".

# data[].attributes.body
En base al caso:
Introducción .-

1. Investigar/repasar las diferentes formas de adherencias celulares.

Las diferentes formas de adherencias celulares las podemos encontrar en las bases moleculares de la adherencia bacteriana que está sobre el material inerte, así como la implicación de la adherencia en la formación de biocapas. Unas ventajas de la producción de biocapas por bacterias causantes de infecciones es que están asociadas a materiales protésicos. Además, una biocapa bacteriana es conocida como un conjunto de comunidades de microorganismos adheridos a una superficie y envueltos por una matriz compuesta por moléculas sintetizadas por el propio microorganismo u otras que provienen del huésped. También se forman en tres pasos: adherencia del microorganismo a la superficie, producción de la matriz extracelular (maduración), y desprendimiento de parte de la biocapa al medio. Por ejemplo, en el primer paso podemos decir que la adherencia bacteriana unida a una superficie está determinada por la combinación de interacciones entre la superficie bacteriana, la superficie del sustrato y el medio ambiente que los rodea. El mecanismo de adherencia bacteriana está presente en la mayoría de bacterias gramnegativas y está asociado por unas estructuras llamadas fimbrias o pilis. En el segundo paso, la bacteria ya adherida, inicia a dividirse y las células hijas se extienden alrededor del sitio de unión, formando una microcolonia, después de divisón las bacterias comienzan a elaborar un exopolisacárido que constituye la matriz y en el último paso, cuando algunas células han alcanzado su madurez, se liberan de la matriz para poder colonizar nuevas superficies, terminado el proceso de formación y el desarrollo del biofilm.

Las integrinas y las cadherinas son proteínas transmembrana que tienen un solo dominio que atraviesa la membrana. Cree un dibujo para ilustrar cómo una proteína integrina podría anclar una célula a la matriz extracelular.

Las proteínas integrinas son las moléculas más importantes en la adhesión de la célula a la matriz extracelular, este tiene la capacidad de unirse a las moléculas de la matriz extracelular y al citoesqueleto, lo que permite una continuidad estructural mecánica entre el interior y el exterior de la célula, sin embargo, la intensidad de la adhesión de las integrinas es menor que la de otras proteínas de adhesión, también pueden interactuar como la adhesión de las células a la matriz extracelular, mediante a adhesiones célula-célula, esto quiere decir que algunas integrinas pueden formar uniones con algunas moléculas transmembrana del tipo de las inmunoglobulinas.
(Dibujo 1).
Antecedentes .-

¿Cómo “absorbe” una célula nutrientes como la glucosa?

Una célula es capaz de absorber nutrientes como la glucosa mediante la intervención de proteínas transportadoras de glucosa que se nombran como GLUT y se expresan en todas las células del organismos y son las responsables de transportar la glucosa de un compartimiento a otro. Asimismo, existe otro mecanismo para absorber la glucosa y es mediante los transportadores de glucosa acoplados al sodio los cuales se expresan principalmente en epitelios que absorben los nutrientes.

Realizar una búsqueda de imágen de la estructura del citoesqueleto de actina en una microvellosidad.

(Imagen 1).
Métodos .-

¿A qué se refiere el término “tipo salvaje”?

El término salvaje se refiere a cepas que son sensibles ya que estas son las que deben obtener mayor resistencia a los antibióticos.

El yoduro de propidio solo puede teñir una célula con membranas dañadas. ¿Por qué el daño a la membrana plasmática de una bacteria indicaría que la célula está muerta?

Cuando ocurre algún tipo de daño en la membrana plasmática de una bacteria se indica que está muerta porque todo lo que se encontraba dentro como los nutrientes de la célula y ciertas enzimas son liberadas es por ello que no puede cumplir con sus funciones. De tal manera que para teñir, el yoduro de propidio se intercala entre las cadenas de ADN que se encuentran fuera de la membrana plasmática.

Resuma la tendencia que se observa en los datos de P. aeruginosa de tipo salvaje en la Tabla 10.1.1.

(Tabla 10.1.1)

Se observan 3 tipos de cultivos bacterianos en diferentes medios de cultivos con antibióticos Tobramycin (Tb), Gentamicin (Gm) y Ciprofloxacin (Cip). En donde se determinaron la concentración bactericida mínima para células cultivadas en biopelícula (MCB-B) y la concentración bactericida mínima para bacterias planctónicas (MBC-P). Se puede observar que para los distintos tipos de muestras cultivadas varía de forma considerable de acuerdo al antibiótico suminstrado. En Wild type el Cip tiene la mínima concentración batericida tanto para biopelícula como para bacterias planctónicas. Para la cepa 45E7 de igual manera el Cip contiene la mínima concentración de bactericida. Por ultimo para Fold change tanto como el Gm y Cip tienen los mismo valores de concentración mínima.

¿Cómo es esta tendencia similar o diferente para las células 45E7 mutantes?(Christoconcentración bactericida mínima para células cultivadas en biopelículpher)

La tendencia es similar para bacterias del tipo planctonicas, como se puede observar en la tabla 10.1.1 que tienen los mismo valores de concentración mínima de bactericida para todos los tipos de antibióticos suministrados. Sin embargo, para bacterias en biopelícula se nota un cambio considerable de acuerdo a los valores presentados de concentración en donde el antibiotipo Cip contiene los menores valores de MBC-P.

Resultados

¿Por qué los investigadores incluyeron las imágenes etiquetadas como “Fase” en la parte (a) de la Figura 10.1.1?

En primer lugar porque se pueden observar las células vivas sin la coloración y esto ayuda a que sirva como un control negativo. Por ende, cuando realizan la tinción se puede diferenciar correctamente las células que son viables es decir las que se encuentran con membranas sin daño de las células con membranas dañadas.

¿Cómo se relacionan las imágenes de la parte (a) de la figura 10.1.1 con los números que se muestran en la tabla 10.1.1?

Las células planctónicas no son muy resistentes a los antibióticos como las biopelículas. Entonces las imágenes que vemos son las de biopelícula tanto de la bacteria salvaje como la mutada. En este caso la bacteria salvaje es resistente a los antibióticos mientras que la mutada no, esto se puede ver tanto en la tabla que muestra que para la bacteria salvaje se tuvo que agregar grandes concentraciones de antibiótico para poder inhibirla, sin embargo para la mutada fueron pequeñas concentraciones. Y como los antibióticos dependiendo el tipo tiene una forma de inhibir el crecimiento. Las imágenes muestran la cantidad de células viables y no viables que se encuentran después de haberse agregado 20 ug/mL de antibiótico Tb. Y lo que se observa es que hay una gran cantidad de células viables en la biopelícula de la bacteria salvaje lo que concuerda con la tabla.

Referencias.-

- J.W. Costerton, Z. Lewandowski, D.E. Caldwell, D.R. Sorber, H.M. Lappi-Scott. Microbial biofilms. Annu Rev Microbiol, 49 (1995), pp. 711-745 http://dx.doi.org/10.1146/annurev.mi.49.100195.003431

- J. Yu, M.N. Montelius, M. Paulson, I. Gouda, O. Larm, L. Montelius, et al. Adhesion of coagulase-negative staphylococci and adsorption of plasma proteins to heparinized polymer surfaces. Biomaterials, 15 (1994), pp. 805-814.

Nazar C, Julio. (2007). Biofilms bacterianos. Revista de otorrinolaringología y cirugía de cabeza y cuello, 67(1), 161-172. Recuperado de: https://dx.doi.org/10.4067/S0718-48162007000100011

Megías M, Molist P, Pombal MA. (2019). La célula. Atlas de histología vegetal y animal. Recuperado 14 de julio de 2022 de: http://mmegias.webs.uvigo.es/5-celulas/1-introduccion.php

Vila, J., Soriano, A., & Mensa, J. (2008). Bases moleculares de la adherencia microbiana sobre los materiales protésicos. Papel de las biocapas en las infecciones asociadas a los materiales protésicos. Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica, 26(1), 48–55. Recuperado de:  https://doi.org/10.1157/13114395

# data[].attributes.attachment_link.title
IMAGENES PARA LAS PREGUNTAS DEL CASO DE ESTUDIO

# data[].attributes.headline
Bases moleculares de la adherencia microbiana sobre los materiales protésicos. Papel de las biocapas en las infecciones asociadas a los materiales protésicos

# data[].attributes.subject
Bases moleculares de la adherencia microbiana sobre los materiales protésicos. Papel de las biocapas en las infecciones asociadas a los materiales protésicos

# data[].attributes.body
https://www.elsevier.es/es-revista-enfermedades-infecciosas-microbiologia-clinica-28-articulo-bases-moleculares-adherencia-microbiana-sobre-S0213005X0872651X

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
La adherencia de un microorganismo a una superficie es el paso inicial en la formación de la mayoría de biocapas. La adherencia puede tener lugar sobre material virgen o sobre material recubierto de proteínas o glucoproteínas procedentes del huésped. La importancia de estos mecanismos depende del tipo de implante. En esta revisión discutiremos las bases moleculares de la adherencia bacteriana sobre material inerte, así como la implicación de la adherencia en la formación de biocapas y las ventajas de la producción de biocapas por bacterias causantes de infecciones asociadas a materials protésicos.

Adherence of microorganisms to a surface is the first step in the formation of most biofilms. Adherence can take place on both virgin material and material coated with proteins or glycoproteins generated by the host. The importance of these mechanisms depends on the type of implant. In this review we will discuss the molecular basis of bacterial adherence to inert material, the implication of adherence in biofilm formation, and the advantages of biofilm production by bacteria causing prosthesis-associated infection.

Introducción Magnitud del problema Consideraciones generales sobre la adherencia bacteriana Adherencia microbiana sobre materiales inertes Staphylococcus epidermidis y Staphylococcus aureus Pseudomonas aeruginosa Escherichia coli Fisiopatología, etiología y manifestaciones clínicas de la infección sobre biomateriales

Una biocapa bacteriana es una comunidad de microorganismos adheridos a una superficie y envueltos por una matriz compuesta por moléculas sintetizadas por el propio microorganismo y otras procedentes del huésped, que conforman una estructura tridimensional con una organización espacial compleja. Podemos distinguir tres pasos en su formación: a) adherencia del microorganismo a la superficie; b) producción de la matriz extracelular, y c) desprendimiento de parte de la biocapa al medio ( fig. 1).

Para tener una idea de la importancia de estas infecciones es necesario recordar que la prevalencia de uso de diferentes dispositivos, como catéteres vasculares o sondas vesicales, es muy elevada. La incidencia de infección de estos dispositivos por 1.000 días de uso se sitúa entre 5-15, dependiendo del área de hospitalización que se analice (unidad de quemados, cuidados intensivos médicos o quirúrgicos o salas de ingreso convencional). La alta prevalencia de estas infecciones explica, al menos en parte, el elevado consumo de antibióticos en nuestros hospitales, el cual se sitúa, según datos de la última encuesta del estudio EPINE, entorno a un 40%. A este elevado número de infecciones hay que sumar las infecciones relacionadas con otros biomateriales empleados cada vez con mayor frecuencia, entre los que cabe destacar las prótesis articulares, válvulas cardíacas, prótesis mamarias o derivaciones ventrículo-peritoneales. Si bien en este tipo de intervenciones la tasa de infección es inferior al 2-3%, el aumento progresivo de su uso hace que el número de infecciones relacionadas con estos procedimientos aumente de forma absoluta, con un coste económico cifrado en aproximadamente 50.000 euros por episodio de infección.

Cuando la bacteria alcanza la piel o las mucosas debe disponer de mecanismos de adherencia para poder colonizarla. Este aspecto es especialmente importante en áreas como la boca, el intestino y las vías urinarias donde las mucosas están sometidas a un flujo de líquidos que tienden a arrastrar las bacterias no adheridas. En estas áreas, sólo las bacterias con capacidad para fijarse a la superficie permanecerán en ellas. De manera genérica las estructuras bacterianas que median este proceso de adherencia reciben el nombre de adhesinas. Probablemente, el mecanismo de adherencia bacteriana que está mejor estudiado es el que presenta la mayoría de bacterias gramnegativas y que está mediado por unas estructuras denominadas fimbrias o pilis. A través de ella la bacteria contacta con la superficie de la célula huésped. Normalmente, la proteína localizada en el extremo de la fimbria es la adhesina propiamente dicha que se adhiere a un receptor de la célula huésped constituido por regla general por residuos de hidratos de carbono de glucoproteínas o glucolípidos. Ocasionalmente, la propia proteína mayoritaria de la fimbria actúa como adhesina. El ensamblaje de la fimbria en la pared celular es un proceso complejo en el cual intervienen una serie de proteínas auxiliares. En la figura 2 se observa la síntesis y ensamblaje de la fimbria P, necesaria para la colonización renal por Escherichia coli uropatógeno. Los genes involucrados en este proceso están codificados en el operón pap. La adhesina es la proteína que primero es transportada al exterior y, posteriormente, se establece el cuerpo de la fimbria por adición secuencial de la proteína mayoritaria. Ciertas bacterias gramnegativas poseen proteínas localizadas en la membrana externa que tienen un papel importante en la adherencia, se trata de los denominadas adhesinas afimbriadas. En algunas bacterias, la adherencia a la célula huésped se produce en dos pasos. En el primer paso la interacción se realiza mediante la fimbria, y en un segundo paso tiene lugar una unión más intensa en la que, al parecer, intervienen las adhesinas afimbriadas.

La interacción inicial entre la bacteria y la superficie inerte implica fuerzas físico-químicas no específicas tales como fuerzas de Van der Waals, interacciones hidrofóbicas y polaridad. La superficie bacteriana es compleja y en ella se encuentran tanto residuos cargados como residuos hidrofóbicos. Sin embargo, los materiales inertes insertados en el huésped pueden quedar rápidamente recubiertos por proteínas o glucoproteínas procedentes del mismo huésped. Así pues, la adherencia inicial sobre material protésico puede ocurrir sobre material virgen o sobre materiales recubiertos con macromoléculas derivadas del huésped.

Generalmente, la colonización de cualquier dispositivo médico se produce durante el acto de su colocación. Este hecho se ha puesto de manifiesto en múltiples trabajos, que demuestran un descenso significativo en la incidencia de infección cuando la inserción del implante se realiza bajo medidas estrictas de asepsia, así como por la eficacia, ampliamente demostrada, de la administración de profilaxis antibiótica justo antes de la colocación de un implante. Sin embargo, la colonización puede producirse siguiendo otras rutas, cuya importancia varía según la ubicación del implante. Hay que distinguir 2 tipos de implantes:

-
Los comunicados al exterior (catéter vascular, sonda vesical o drenaje ventricular externo).

-
Los totalmente implantados, dentro de los cuales se pueden distinguir a su vez entre: a) intravasculares (marcapasos o válvulas cardíacas), o b) extravasculares (prótesis articulares, prótesis de mama o derivaciones ventrículo-peritoneales).

En el caso de los dispositivos comunicados al exterior, el riesgo de colonización bacteriana persiste tras su colocación debido a la exposición continuada a la microbiota comensal de la barrera que atraviesa (p. ej., estafilococos coagulasa-negativa de la piel del paciente), la microbiota cutánea del personal sanitario que manipula el dispositivo y los microorganismos que pueden contaminar los líquidos que se infunden a través del catéter (en el caso de catéteres vasculares). Esto explica los hallazgos de Raad et al, quienes, mediante microscopia electrónica, observaron que todos los catéteres vasculares estudiados estaban cubiertos por una biocapa bacteriana cuya extensión era proporcional al tiempo de duración del catéter. En el caso de materiales totalmente implantados, el riesgo de colonización posterior a su colocación se limita a la diseminación hematógena desde un foco a distancia. La importancia de este mecanismo es diferente según se trate de un implante endovascular o extravascular. En el primer caso el riesgo es elevado y obliga a realizar profilaxis antibiótica ante cualquier manipulación que suponga un riesgo de bacteriemia, aunque el inóculo bacteriano que previsiblemente alcance el torrente circulatorio sea pequeño. En caso de material extravascular, el riesgo de que un microorganismo anide sobre el material depende del tiempo transcurrido desde su colocación. Tras la intervención quirúrgica, la lesión de la pared vascular y los hematomas ubicados en íntimo contacto con el material implantado son una vía de acceso para el paso y adherencia del microorganismo desde el torrente circulatorio hasta la superficie del implante. Es aconsejable evitar el desarrollo de bacteriemia en los días sucesivos a la intervención, mediante la retirada precoz de los catéteres vasculares y de la sonda vesical. Una vez se ha producido la cicatrización y reabsorción de los hematomas, la colonización del implante extravascular es más difícil, como lo demuestra un modelo animal de infección de prótesis articular en el que, pasadas 3 semanas, el inóculo de S. aureus necesario para conseguir una infección por vía hematógena fue igual al necesario para producir artritis séptica sobre una articulación no protésica. Esto sugiere que, probablemente, la profilaxis antibiótica para prevenir la infección de implantes extravasculares deba restringirse a aquellos procedimientos más agresivos o de mayor duración.

Una vez el microorganismo alcanza la superficie del implante, la progresión hasta la formación de una biocapa madura y la aparición de manifestaciones clínicas depende del equilibrio entre la virulencia del microorganismo y la actividad de los sistemas defensivos del huésped. En presencia de material extraño, el inóculo necesario para producir una infección es del orden de 10.000 veces menor, lo que sugiere que los mecanismos de defensa del huésped (migración leucocitaria o fagocitosis) tienen mayores dificultades para eliminar microorganismos adheridos a una superficie inerte. Por otro lado, el deterioro inmunológico secundario a una neoplasia activa, diabetes mellitus o insuficiencia renal crónica, también se asocia a un mayor riesgo de infección tras la colocación de material protésico.

La etiología más frecuente de las infecciones sobre implantes que se colocan a través de la piel (la mayoría, con excepción de la sonda vesical), son los cocos grampositivos y, en particular, estafilococo coagulasa-negativa y S. aureus. Sin embargo, otros cocos grampositivos (Enterococcus spp. y Streptococcus spp.) y bacilos gramnegativos (P. aeruginosa, E. coli o Klebsiella spp.) pueden ser causa de este tipo de infecciones. De hecho, la frecuencia de infecciones por bacilos gramnegativos en nuestro hospital se ha incrementado en los últimos años.

Las manifestaciones clínicas de la formación de una biocapa sobre un implante son consecuencia de a) las bacterias desprendidas desde la superficie de la biocapa; b) la respuesta inmune desencadenada por parte del huésped frente a la biocapa, y c) la disfunción del dispositivo. En el primer caso, el ejemplo más característico es la bacteriemia relacionada con un catéter vascular, la endocarditis sobre una válvula cardíaca o la meningitis relacionada con una derivación ventrículo-peritoneal. En estos casos los signos típicos de infección (fiebre, escalofríos y elevación de los marcadores de respuesta inflamatoria sistémica) están casi siempre presentes. En el segundo caso, las manifestaciones son producto de una respuesta inmune local contra la biocapa, que lejos de eliminarla, conduce a una lesión del tejido que rodea al implante. En este grupo destacamos la lisis del hueso periprotésico en pacientes con una infección crónica de una prótesis articular o la formación de un tejido fibroso y rígido alrededor de una prótesis mamaria infectada. En estos casos la clínica típica de infección, en muchos casos, está ausente y predomina el dolor (en infección de prótesis articular) o la rigidez y deformidad (en infección de prótesis mamaria). El diagnóstico puede ser difícil y sólo se alcanza mediante el cultivo del implante. Por último, la biocapa junto con los productos del huésped que precipitan sobre ella puedan llegar a obstruir una sonda vesical o una derivación ventrículo-peritoneal.

Actualmente, se acepta que S. epidermidis es un patógeno importante asociado con cuerpos extraños. La propensión de S. epidermidis a causar este tipo de infecciones viene dada, en parte, por su capacidad de adherirse y proliferar sobre superficies inertes formando biocapas. En la década de 1980 se observó que S. epidermidis podía recubrir biomateriales, incluyendo placas de microtiter, con una sustancia gelatinosa denominada slime. Posteriormente, Baldassari et al demostraron que el slime de estafilococo estaba compuesto de N-acetilglucosamina. Hoy día se conoce que el slime está constituido por dos fracciones polisacáridas, y se denomina polisacárido de adhesión intercelular (PAI). La síntesis de este polisacárido está catalizada por enzimas codificados en el operón ica. Se ha demostrado que el PAI puede desempeñar un papel importante en la adherencia de la bacteria al material inerte. La patogénesis de las infecciones por S. epidermidis relacionadas con biomateriales se efectúa en dos pasos. En primer lugar, un pequeño número de bacterias que colonizan la piel contamina el dispositivo/material durante su implantación (p. ej., inserción de un catéter). La bacteria se adhiere al biomaterial a través de una combinación de interacciones no específicas (fuerzas de Van der Waals, interacciones hidrofóbicas, etc.), así como interacciones específicas a través de las adhesinas. En estafilococos, la interacción específica tiene lugar principalmente mediante proteínas expresadas en la superficie del microorganismo y la fibronectina que se deposita en el material. Sin embargo, como se verá, este proceso no es tan sencillo e implica una serie de factores. Heilmann et al obtuvieron un mutante de S. epidermidis incapaz de producir una biocapa en placas de microtiter. Mediante análisis genético se observó la existencia de una deleción que afectaba al gen atlE. Este gen tiene una elevada similitud con el gen atl que codifica una autolisina en S. aureus. Se demostró, también, que la proteína AtlE purificada se unía a vitronectina, una proteína adhesiva presente en el plasma y relacionada con la hemostasia. Además, se ha demostrado que el mutante deficiente en AtlE es menos virulento que la cepa salvaje en un modelo de infección asociada a catéter en ratas.

El ácido teicoico puede contribuir a la formación de una biocapa funcional, dado que aislados de S. aureus con mutaciones en el operón dltA, responsable de la síntesis de enzimas que añaden alanina al ácido teicoico, son incapaces de unirse a superficies de poliestireno o vidrio, limitando la capacidad de producir una biocapa. Se ha especulado que la falta de esterificación de la D-AIa reduce la interacción hidrofóbica entre la cepa de S. aureus mutante y el poliestireno. En S. epidermidis se ha sugerido que el ácido teicoico interviene en la unión entre la bacteria y el fibrinógeno.

La adherencia inicial de este microorganismo está mediada por hidrofobinas y/o por adhesinas de superficie tipo lectinas. Posteriormente se sintetiza ácido poliurónico (alginato) que promueve el aumento y desarrollo de la biocapa. O'Toole y Kolter desarrollaron dos mutantes, uno de ellos deficiente en la producción de pili tipo IV y el otro deficiente en la movilidad flagelar, ambos perdieron la ca pacidad de producir una biocapa. Los pili tipo IV están implicadas en un tipo particular de movilidad bacteriana denominada twitching, que tiene lugar mediante la retracción de los pili. Los mutantes deficientes en pili tipo IV pueden formar una monocapa sobre un soporte, pero son incapaces de formar las microcolonias, lo que indicaría que la formación de microcolonias tiene lugar mediante un mecanismo de agregación celular que requiere movilidad y no sólo por el crecimiento clonal a partir de una célula bacteriana concreta. El mutante deficiente en la formación de flagelo se adhiere muy débilmente al soporte, lo que indicaría que el flagelo es importante para la aproximación a la superficie.

Este organismo causa entre el 70 y el 95% de las infecciones de las vías urinarias. Estas infecciones son especialmente frecuentes en pacientes con sondaje vesical debido a la adherencia del microorganismo sobre la superficie de la sonda. Se ha observado que los genes involucrados en la quimiotaxis y la movilidad flagelar tienen un papel importante en la colonización de la sonda vesical. Pratt y Kolter identificaron la fimbria tipo 1 como una estructura necesaria para que se produzca la adherencia de E. coli a superficies abióticas. En condiciones de crecimiento estático, la fimbria tipo 1 permite una interacción estable entre la bacteria y diversas superficies, incluyendo poliestireno, PVC, policarbonato y cristal borosilicato. La adherencia estable es un prerrequisito para la formación de biocapas en estas superficies. Posteriormente se encontró que una mutación puntual en el gen ompR ocasionaba una disminución en la producción de la biocapa, asociada con la producción de curli, un tipo de fimbria estrecha y flexible. Los genes necesarios para la síntesis del curli están localizados en los operones csgBA y csg- DEFG. En E. coli K12, la adherencia inicial y la formación de la biocapa se controla a través de la regulación del gen csgD, que es un factor de transcripción del operón csgBA. La proteína OmpR se une al promotor del gen csgD y estimula su transcripción. Además, el curli favorece la unión de la bacteria a las proteínas laminina, fibronectina y plasminógeno. Recientemente se ha demostrado que el sistema Rcs, que controla la síntesis de la cápsula y el flagelo, también puede estar implicado en la regulación de la síntesis del curli.

La cinética de la adherencia de diferentes microorganismos a catéteres hechos de distintos materiales puede variar. Comparando la adherencia de S. aureus, S. epidermidis, P. aeruginosa y E. coli frente a catéteres hechos de PVC, teflón, latex siliconizado, poliuretano y Vialon, López-López et al demostraron que el PVC era el material en el que los cuatro microorganismos presentaban mayor adherencia, mientras que los estafilococos presentaban una menor adherencia sobre los poliuretanos. Se ha propuesto que algunos microorganismos, como los estafilococos coagulasa negativa, pueden metabolizar componentes del plástico de los catéteres y utilizarlos como nutrientes. Posteriormente se ha comprobado que los eluyentes obtenidos de la incubación de los diferentes catéteres con PBS no afectan la viabilidad de los estafilococos, pero todos ellos incrementaban de una manera significativa el crecimiento de E. coli y, sobre todo, de P. aeruginosa.

Asimismo, se ha demostrado que mutaciones en cupA (Chaperone usher pathway), gen que codifica para una chaperona, impiden la adherencia de P. aeruginosa al plástico. Las chaperonas tienen un papel importante en el ensamblaje de las fimbrias. Tres clusters de genes -denominados cupA, cupB y cupC poseen dominios asociados con adhesinas. Recientemente, Ruer et al, han demostrado que CupBl y CupCl son subunidades ensambladas en una fina fimbria ampliamente distribuida en la superficie bacteriana que parece estar implicada en la interacción bacteria-bacteria y en la formación de microcolonias. Por otro lado, Whiteley et al han analizado, mediante microarrays de ADN, los cambios en la expresión génica en bacterias de P. aeruginosa que están formando una biocapa en comparación con bacterias planctónicas. Estos autores encuentran, en las bacterias que están constituyendo la biocapa, una disminución en la expresión, entre otros, de los genes pilA, que codifica la subunidad estructural del pili tipo IV; el gen clic, que codifica la subunidad estructural del flagelo, y el gen cupA, lo que indica que estas estructuras no son necesarias en la maduración ni en el mantenimiento de la biocapa.

En S. aureus la adherencia es, en parte, mediada por una serie de adhesinas pertenecientes a la familia de las proteínas MSCRAMM (Microbial surface components recognizing adhesive matriz molecules) ( tabla 1). Estas proteínas están en la mayoría de los casos unidas covalentemente al peptidoglicano de la pared celular. Entre ellas se encuentran la proteína A (FnBPA), que se une a fibronectina, la proteína que se une a colágeno (Cna), y la proteína A cumpling factor (ClfA), que también se une a fibronectina. Estas proteínas poseen una región (LPXTG) ( fig. 3) que es digerida por un enzima (sortasa) que corta el péptido entre los aminoácidos treonina (T) y glicina (G), a continuación el grupo carboxilo de la treonina se une covalentemente al grupo carboxilo del radical peptídico del peptidoglicano, que en el caso de S. aureus es la secuencia de pentaglicinas. La proteína que se une a la elastina (EbpS) es una proteína que está integrada en la membrana citoplasmática de S. aureus y podría también estar implicada en la adherencia a biomateriales recubiertos de elastina. Finalmente, proteínas que son excretadas al medio como la proteína de adherencia extracelular (EAP), pueden actuar como puente entre un ligando de la superficie y la bacteria, además se ha comprobado que la proteína Eap favorece la autoagregación de S. aureus facilitando la formación de la biocapa.

S. epidermidis produce menos proteínas MSCRAMM que S. aureus. Hasta la actualidad se han descrito dos genes que codifican proteínas MSCRAMM en S. epidermidis: el gen fbe, que codifica una proteína que une fibrinógeno, y el gen embp, una proteína que une fibronectina. La proteína Fbe (también denominada SdrG) está relacionada con el factor A cumpling de S. aureus. Recientemente se ha demostrado, mediante un modelo experimental de infección asociada a catéter, que un mutante de S. epidermidis deficiente en Fbe tenía menor probabilidad de ocasionar infección asociada a catéter y posteriormente bacteriemia y metástasis que la cepa isogénica productora de Fbe.

Otras proteínas probablemente asociadas con la adherencia de los estafilococos son las siguientes: a) Proteína asociada a biocapa (Bap), que se encuentra localizada en una isla de patogenicidad. Se ha observado que una mutación en el gen bap origina la pérdida de adherencia y de la posibilidad de producir una biocapa en superficies de poliestireno. Este mutante presenta un nivel de hidrofobicidad reducido con respecto a la cepa salvaje, lo cual sugiere que Bap promueve la adherencia al poliestireno a través de una interacción hidrofóbica no específica. Un gen similar a bap se ha encontrado en el genoma de S. epidermidis. b) Las proteínas SSP-1 y SSP-2 están implicadas en la adherencia de S. epidermidis al poliestireno, formando una estructura similar a una fimbria.

Las bacterias grampositivas pueden también presentar estructuras parecidas a las fimbrias de las bacterias gramnegativas, sin embargo, estas estructuras no parecen desempeñar un papel importante en la adherencia. En algunas especies de estreptococos existe una adhesina afimbriada que media la unión de la bacteria a la fibronectina, una glucoproteína presente en la superficie de la célula huésped. Estas proteínas que actúan como adhesinas están ancladas al peptidoglicano. La unión entre la adhesina y su receptor en la célula huésped suele ser bastante específica. Hasta la actualidad se han definido tres tipos principales de interacción adhesina-receptor:

-
Lectina-hidrato de carbono (ejemplo, la fimbria tipo 1 de E. coli y la célula epitelial de la vejiga urinaria).

-
Proteína-proteína (ejemplo, proteína F de Streptococcus pyogenes y fibronectina de la célula del epitelio respiratorio).

-
Hidrofobina-proteína (ejemplo, el ácido lipoteicoico y la fibronectina).

La formación de la biocapa desempeña un papel importante en la supervivencia de las bacterias en la superficie de la mucosa vaginal, oral e intestinal. En estas localizaciones, la biocapa formada por la microbiota comensal evita la colonización de microorganismos patógenos. Sin embargo, los microorganismos pueden formar biocapas sobre cualquier dispositivo inerte insertado a un paciente (p. ej., catéter, prótesis articular o valvular) o sobre la superficie de mucosas con defectos en los mecanismos de aclaración mucociliar necesarios para mantener la esterilidad (mucosa bronquial en pacientes con enfermedad pulmonar obstructiva crónica [EPOC] o fibrosis quística).

Entre las consecuencias clínicas de la formación de biocapas bacterianas sobre distintas superficies podemos distinguir las que tienen un impacto sobre la salud pública y las que tienen consecuencias clínicas directas sobre el paciente. En el primer grupo se incluyen todos aquellos aspectos que hacen referencia a la capacidad, preferentemente de bacilos gramnegativos (Pseudomonas aeruginosa, Legionella pneumophila), de adherirse formando biocapas en superficies húmedas (p. ej., conducciones de agua, torres de refrigeración), desde donde se diseminan dando lugar a brotes epidémicos en unidades de cuidados intensivos o en la comunidad. En el segundo grupo, se incluyen las infecciones relacionadas con la formación de biocapas sobre a) un dispositivo médico (catéter vascular, sonda vesical, etc.), o b) una superficie mucosa previamente dañada (mucosa bronquial en pacientes con fibrosis quística o del oído medio en pacientes con otitis crónica, entre otras).

La adherencia bacteriana a una superficie está determinada por la combinación de interacciones entre la superficie bacteriana, la superficie del sustrato y el medio ambiente que los rodea. En esta revisión analizaremos las bases moleculares de la adherencia, sin entrar a discutir los procesos de producción de exopolisacárido ni la maduración de la biocapa. Comentaremos también las consecuencias de la formación de biocapa sobre dispositivos colocados a pacientes ingresados en el hospital, puesto que a menudo comportan un aumento de la morbimortalidad y un incremento del coste del tratamiento.

J. Yu, M.N. Montelius, M. Paulson, I. Gouda, O. Larm, L. Montelius, et al.

Adhesion of coagulase-negative staphylococci and adsorption of plasma proteins to heparinized polymer surfaces.

G.D. Christensen, W.A. Simpson, J.J. Younger, L.M. Baddour, F.F. Barret, D.M. Metton, et al.

Adherence of coagulase-negative staphylococci to plastic tissue culture plates: a quantitative model for the adherence of staphylococci to medical devices.

C.K. Stover, X.Q. Pham, A.L. Erwin, S.D. Mizoguchi, P. Warrener, M.J. Hickey, et al.

Complete genome sequence of Pseudomonas aeruginosa PAO1, an opportunistic pathogen.

M. Whiteley, M.G. Bandera, R.E. Bumgarner, M.R. Pársec, G.M. Teitzel, S. Lory, et al.

Gene expression in Pseudomonas aeruginosa biofilms.

O. Vidal, R. Longin, C. Prigent-Combaret, C. Dorel, N. Hooreman, P. Lejeune.

Isolation of an Escherichia coli mutant strain able to form biofilms on inert surfaces: involvement of a new OmpR allele that increases curli expression.

G. López-López, A. Pascual, E.J. Perea.

Effect of plastic catéter material on bacterial adherente and viability.

J Med Microbio, 9 (1991), pp. 324-328

E.F. Berbari, A.D. Hanssen, M.C. Duffy, J.M. Steckelberg, D.M. Ilstrup, W.S. Harmsen, et al.

Risk factors for prosthetic joint infection: case-control study.

A. Trampuz, K.E. Piper, M.J. Jacobson, A.D. Hanssen, K.K. Unni, D.R. Osmon, et al.

Sonication of removed hip and knee prostheses for diagnosis of infection.

# data[].attributes.attachment_link.title
Bases moleculares de la adherencia microbiana sobre los materiales protésicos. Papel de las biocapas en las infecciones asociadas a los materiales protésicos | Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica

# data[].attributes.attachment_link.description
La adherencia de un microorganismo a una superficie es el paso inicial en la formación de la mayoría de biocapas. La adherencia puede tener lugar sobre material virgen o sobre material recubierto de proteínas o glucoproteínas procedentes del huésped. La importancia de estos mecanismos depende del tipo de implante.

# data[].attributes.body
1.  https://doi.org/10.1016/j.ijantimicag.2009.12.011
2. https://aricjournal.biomedcentral.com/articles/10.1186/s13756-019-0533-3#:~:text=Infections%20associated%20with%20biofilms,the%20planktonic%20cells%20%5B79%5D.
3. https://doi.org/10.1078/1438-4221-00196
4. 10.5772/intechopen.92388

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
SIAP. Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera. Boletín de Leche. México. 2018.

Smith PB. Medicina interna de grandes animales. Serrales, DC (trad.). 4ta ed. Barcelona, España: Elsevier; 2010.

Taponen S, Liski E, Heikkilä AM, Pyörälä S. Factors associated with intramammary infection in dairy cows caused by coagulase-negative Staphylococci, Staphylococcus aureus, Streptococcus uberis, Streptococcus dysgalactiae, Corynebacterium bovis, or Escherichia coli. J Dairy Sci 2017;100(1):493-503.

Martínez-Sigales JM. Patología y clínica bovina recopilación de clases y relatos de la experiencia práctica de un veterinario de campo. Intermedica. Buenos Aires Argentina. 2016.

Gomes F, Henriques M. Control of bovine mastitis: Old and recent therapeutic approaches. Curr Microbiol 2016;72:377-382.

Monistero V, Graber HU, Pollera C, Cremonesi P, Castiglioni B, Bottini E, Ceballos-Marquez A. et al. Staphylococcus aureus isolates from bovine mastitis in eight countries: Genotypes, detection of genes encoding different toxins and other virulence genes. Toxins 2018;10:1-22.

Dorneles EMS, Fonseca MDAM, Abreu JAP, Lage AP, Brito MAVP, Pereira CR, Brandão HM, Guimarães AS, Heinemann MB. Genetic diversity and antimicrobial resistance in Staphylococcus aureus and coagulase‐negative Staphylococcus isolates from bovine mastitis in Minas Gerais, Brazil. Microbiologyopen 2019;8:e736.

Thiran E, Di Ciccio PA, Graber HU, Zanardi E, Ianieri A, Hummerjohann J. Biofilm formation of Staphylococcus aureus dairy isolates representing different genotypes. J Dairy Sci 2018;101:1000-1012.

Raza A, Muhammad G, Sharif S, Atta A. Biofilm producing Staphylococcus aureus and bovine mastitis: A review. Mol Microbiol Res 2013;3(1):1-8.

Lister JL, Horswill AR. Staphylococcus aureus biofilms: recent developments in biofilm dispersal. Front Cell Infect Microbiol 2014;4:178:1-9.

Chen Y, Liu T, Wang K, Hou Ch, Cai S, Huang Y, Du Z, et al. Baicalein Inhibits Staphylococcus aureus biofilm formation and the quorum sensing system in vitro. Plos ONE 2016;11(4):e0153468.

Varela-Ortiz DF, Barboza-Corona JE, González-Marrero J, León-Galván MF, Valencia-Posadas M, Lechuga-Arana AA, Sánchez-Felipe CG. Antibiotic susceptibility of Staphylococcus aureus isolated from subclinical bovine mastitis cases and in vitro efficacy of bacteriophage. Vet Res Commun 2018;42:243-250.

Hudzicki J. Kirby-Bauer Disk diffusion susceptibility test protocol. Am Soc Microbiology. 2016.

CLSI. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing. 20th ed. CLSI supplement M100 Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute; 2019.

Yang Y, Jiang X, Chai B, Ma L, Li B, Zhang A, Cole JR, Tiedje JM, Zhang T. ARGs-OAP: online analysis pipeline for antibiotic resistance genes detection from metagenomic data using an integrated structured ARG-database. Bioinformatics 2016;32(15):2346-2351.

Elhassan MM, Ozbak HA, Hemeg HA, Elmekki MA, Ahmed LM. Absence of the mecA gene in methicillin resistant Staphylococcus aureus isolated from different clinical specimens in Shendi City, Sudan. Bio Med Res Int 2015;ID895860:1-5.

Hashem RA, Yassin AS, Zedan HH, Amin MA. Fluoroquinolone resistant mechanisms in methicillin-resistant Staphylococcus aureus clinical isolates in Cairo, Egypt J Infect Dev Ctries 2013;7(11):796-803.

Chokshi A, Sifri Z, Cennimo D, Horng H. Global contributors to antibiotic resistance. J Glob Infect Dis 2019;11(1):36-42.

Yang F, Zhang S, Shang X, Li H, Zhang H, Cui D, Wang X, et al. Short communication: Detection and molecular characterization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolated from subclinical bovine mastitis cases in China. J Dairy Sci 2020;103:840-845.

Li T, Lu H, Wang X, Gao Q, Dai Y, Shang J, Li M. Molecular characteristics of Staphylococcus aureus causing bovine mastitis between 2014 and 2015. Front Cell Infect Microbiol 2017;7(127):1-10.

Cheng J, Qu W, Barkema HW, Nobrega DB, Gao J, Liu G, De Buck J, et al. Antimicrobial resistance profiles of 5 common bovine mastitis pathogens in large Chinese dairy herds. J Dairy Sci 2019;102:1-11.

Kadlec K, Entorf M, Peters T. Occurrence and characteristics of livestock-associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus in quarter milk samples from dairy cows in Germany. Front Microbiol 2019;10:1295.

Thongratsakul S, Usui M, Higuchi H, Takahashi T, Sato T, Poolkhet Ch, Tamura Y. Prevalence and characterization of Staphylococcus aureus isolated in raw milk from cows in Hokkaido, Japan. Trop Anim Healt Prod 2020;52(4):1631-1637.

Mistry H, Sharma P, Mahato S, Saravanan R, Kumar PA, Bhandari V. Prevalence and characterization of oxacillin susceptible mecA-positive clinical isolates of Staphylococcus aureus causing bovine mastitis in India. Plos ONE 2016;11(9):e0162256.

Jiménez-Velásquez SC, Torres-Higuera LD, Parra-Arango GL, Rodríguez-Bautista JL, García-Castro FE, Patiño-Burbano RE. Perfil de resistencia antimicrobiana en aislamientos de Staphylococcus spp. obtenidos de leche bovina en Colombia. Rev Argent Microbiol 2020;52(2):121-130.

León-Galván MF, Barboza-Corona JE, Lechuga-Arana AA, Valencia-Posadas M, Aguayo DD, Cedillo-Pelaez C, Martínez-Ortega EA, Gutierrez-Chavez AJ. Molecular detection and sensitivity to antibiotics and bacteriocins of pathogens isolated from bovine mastitis in family dairy herds of Central Mexico. Bio Med Res Int 2015;2015:615153 1-9.

Ochoa-Zarzosa A, Loeza-Lara PD, Torres-Rodríguez F, Loeza-Ángeles H, Mascot-Chiquito N, Sánchez-Baca S, López-Meza JE. Antimicrobial susceptibility and invasive ability of Staphylococcus aureus isolates from mastitis from dairy backyard systems. Antonie van Leeuwenhoek 2008;94:199-206.

Karzis J, Petzer IM, Donkin EF, Naidoo V, Etter EMC. Climatic and regional antibiotic resistance patterns of Staphylococcus aureus in South African dairy herds. Onderstepoort J Vet Res 2019;86(1):e1-e9.

Yang F, Wang Q, Wang XR, Wang L, Li XP, Luo JY, Zhang SD, et al. Genetic characterization of antimicrobial resistance in Staphylococcus aureus isolated from bovine mastitis cases in Northwest China. J Integ Agr 2016;15(12):2842-2847.

Artursson K, Söderlund R, Liu L, Monecke S, Schelin J. Genotyping of Staphylococcus aureus in bovine mastitis and correlation to phenotypic characteristics. Vet Microbiol 2016;193:156-61.

Foster TJ. Antibiotic resistance in Staphylococcus aureus. Current status and future prospects. FEMS Microbiology Reviews 2017;41:430-449.

Avila-Novoa MG, Iñíguez-Moreno M, Solís-Velázquez OA, González-Gómez JP, Guerrero-Medina PJ, Gutiérrez-Lomelí M. Biofilm formation by Staphylococcus aureus isolated from food contact surfaces in the dairy industry of Jalisco, Mexico. Hindawi J Food Qual 2018;ID1746139:1-8.

Piechota M, Kot B, Frankowska-Maciejewska A, Gruhewska A, Wofniak-Kosek A. Biofilm formation by methicillin-resistant and methicillin-sensitive Staphylococcus aureus strains from hospitalized patients in Poland. BioMed Res Int 2018; ID4657396:1-7.

Archer NK, Mazaitis MJ, Costerton JW, Leid JG, Powers ME, Shirtliff ME. Staphylococcus aureus biofilms properties, regulation and roles in human disease. Virulence 2011;2(5):445-459.

Moormeier DE, Bayles KW. Staphylococcus aureus biofilm: A complex developmental organism. Mol Microbiol 2017;104(3):365-376.

Dumaru R, Baral R, Shrestha LB. Study of biofilm formation and antibiotic resistance pattern of gram‑negative Bacilli among the clinical isolates at BPKIHS, Dharan. BMC Res Notes 2019;12(1):38.

Qi L, Li H, Zhang Ch, Liang B, Li J, Wang Li, Du X, et al. Relationship between antibiotic resistance, biofilm formation, and biofilm-specific resistance in Acinetobacter baumannii. Front Microbiol 2016;7:483.

Bawankar SK. Correlation of antibiotic resistance and biofilm formation amongst uropathogenic E. coli. Indian J Appl Res 2018;8:4.

Cepas V, López Y, Muñoz E, Rolo D, Ardanuy C, Martí S, Xercavins M, et al. Relationship between biofilm formation and antimicrobial resistance in Gram-negative bacteria. Microb Drug Resist 2019;25:1.

Vitale M, Galluzzo P, Bu PB, Carlino E, Spezia O, Alduina R. Comparison of antibiotic resistance profile and biofilm production of Staphylococcus aureus isolates derived from human specimens and animal-derived samples. Antibiotics 2019;8:97.

Zhang Y, Xu D, Shi L, Cai R, Li Ch, Yan H. Association between agr type, virulence factors, biofilm formation and antibiotic resistance of Staphylococcus aureus isolates from pork production. Front Microbiol 2018;9:1876.

Tahmasebi H, Dehbashi S, Jahantigh M, Arabestani MR. Relationship between biofilm gene expression with antimicrobial resistance pattern and clinical specimen type based on sequence types (STs) of methicillin‑resistant S. aureus. Mol Biol Rep 2020;47(2):1309-1320.

Lin Q, Sun H, Yao K, Cai J, Ren Y, Chi Y. The prevalence, antibiotic resistance, and biofilm formation of Staphylococcus aureus in bulk Ready-to-eat foods. Biomolecules 2019;9:524.

Kwon AS, Park GC, Ryuc SY, Limd DH, Lime DY, Choi CL, Park Y, Lima Y. Higher biofilm formation in multidrug-resistant clinical isolates of Staphylococcus aureus. Int J Antimicrob Agents 2008;32:68-72.

O'Gara JP. ica and beyond: biofilm mechanisms and regulation in Staphylococcus epidermidis and Staphylococcus aureus. FEMS Microbiol Lett 2007;270:179-188.

Castelani L, Pilon LE, Martins T, Rodrigues-Pozzi C, Rodriguez-Pozzi Arcaro J. Investigation of biofilm production and icaA and icaD genes in Staphylococcus aureus isolated from heifers and cows with mastitis. Anim Sci J 2015;86(3):340-4.

Gad GFM, El-Feky MH, El-Rehewy MS, Hassan MA, Abolella H, El-Baky RMA. Detection of icaA, icaD genes and biofilm production by Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis isolated from urinary tract catheterized patients. J Infect Dev Ctries 2009;3(5):342-351.

Kivanc SA, Arik G, Akova-Budak B, Kivanc M. Biofilm forming capacity and antibiotic susceptibility of Staphylococcus spp. with the icaA/icaD/bap genotype isolated from ocular surface of patients with diabetes. Malawi Med J 2018;30 (4):243-249.

Dhanawade NB, Kalorey DR, Srinivasan R, Barbuddhe SB, Kurkure NV. Detection of intercellular adhesion genes and biofilm production in Staphylococcus aureus isolated from bovine subclinical mastitis. Vet Res Commun 2010;34:81-89.

Brakstad OG, Aasbakk K, Maeland JA. Detection of Staphylococcus aureus by polymerase chain reaction amplification of the nuc gene. J Clin Microbiol 1992;30:1654-1660.

# data[].attributes.attachment_link.title
Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias | Gobierno | gob.mx

# data[].attributes.attachment_link.description
SIAP. Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera. Boletín de Leche. México. 2018. Smith PB. Medicina interna de grandes animales. Serrales, DC (trad.). 4ta ed. Barcelona, España: Elsevier; 2010. Taponen S, Liski E, Heikkilä AM, Pyörälä S. Factors associated with intramammary infection in dairy cows caused by coagulase-negative Staphylococci, Staphylococcus aureus, Streptococcus uberis, Streptococcus dysgalactiae, Corynebacterium bovis, or Escherichia coli.

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
ORIGINAL RESISTENCIA A ANTIBIOTICOS DE BACTERIAS AISLADAS DE BIOPELÍCULAS EN UNA PLANTA DE ALIMENTOS ANTIBIOTIC RESISTANCE OF BACTERIA ISOLATED FROM BIOFILMS IN A FOOD PROCESSING PLANT María Vanegas L1*, M.Sc, Nancy Correa C¹, Microbióloga, Ana Morales M², Microbióloga, Aída Martínez L¹, M.Sc, Laura Rúgeles G¹, M.Sc, Francy Jiménez I¹, Microbióloga.

¹Universidad de los Andes, Facultad de Ciencias, Departamento de Ciencias Biológicas, Laboratorio de Ecología Microbiana y de Alimentos, Cra. 1 a N° 18Âª-70 J209, Bogotá - Colombia.
²Bioquilab. Carrera 47 A. No 91-85, Bogotá Colombia. *Correspondencia: mvanegas@uniandes.edu.co

Recibido: Enero 16 de 2009; Aceptado: Julio 14 de 2009
RESUMEN
Objetivo. Evaluar la resistencia a antibióticos y la capacidad de formación de biopelículas de bacterias aisladas en una planta de producción de alimentos. Materiales y métodos. Se tomaron muestras de 3 zonas diferentes, en una planta procesadora de alimentos; en la lavadora de canastas, la mesa de producción y en la banda empacadora. Se aislaron e identificaron las bacterias presentes en cada una de las tres zonas y se determinó la capacidad formadora de biopelículas por medio de cuantificación celular. Asimismo se evaluó la resistencia de cada una de las bacterias aisladas frente a ocho diferentes antibióticos. Resultados. Se recuperaron 29 cepas, correspondientes a 13 géneros diferentes, los cuales fueron todos formadores de biopelículas. Se encontró que cerca del 50% de las bacterias aisladas fueron resistentes a antibióticos como la penicilina G y vancomicina. Adicionalmente se evidenció un alto grado de multirresistencia a los diferentes antibióticos. Conclusiones. La alta multirresistencia encontrada a antibióticos entre las bacterias analizadas podría ser un problema para salud pública ya que pueden ser transmitidas por alimentos. De igual manera es de gran importancia la capacidad de producción de biopelículas de la microbiota analizada así como la alta concentración de bacterias entéricas y ambientales, lo que sugiere deficiencia del programa de limpieza y desinfección de la planta.

Palabras clave: Biopelículas, adhesión bacteriana, resistencia, antimicrobianos, contaminación alimentaria..
ABSTRACT
Objective. To assess the antibiotic resistance and the ability to produce biofilms in bacteria isolated from a food processing plant. Materials and methods. Samples from 3 different zones from a food processing plant were analyzed: Baskets washers, production table and baler band. The bacteria were isolated and identified in each of three zones and biofilm forming capacity was measured for all the isolates by quantifying the cells present in the biofilm. Subsequently, a test of resistance to eight different antibiotics was assessed. Results. From a total of 29 isolates,13 different genres were identified. All of these genres were biofilm- formers. About 50% of the isolated bacteria were resistant to antibiotics such as penicillin G and vancomycin. Similarly, a high degree of antibiotic multiresistance was demonstrated in the bacteria isolated. Conclusions. Multi-resistance to antibiotics was observed in many of the isolates. Since these bacteria can be transmitted through food, this could be a problem for public health. Aso, it is important the biofilm forming capacity in the analyzed bacteria, as well as the wide number of enteric and environmental bacteria found in this study which suggests inefficiency on food processing plant cleanliness and disinfection program.

Key words: Biofilms, bacterial Adhesion, drug resistance, food contamination.
INTRODUCCIÓN
Las biopelículas son comunidades complejas de microorganismos presentes en ambientes naturales formadas por asociaciones de una o múltiples especies con una organización semejante a la de los organismos multicelulares (1). Están compuestas principalmente por polisacáridos, proteínas y algunas veces pueden contener lípidos, ácidos nucléicos y otros biopolímeros (1-4). Su formación se considera como un proceso dinámico y complejo y la adhesión de los microorganismos a las diferentes superficies está influenciada por diferentes variables que incluyen la especie de bacteria, composición de la superficie celular, naturaleza de las superficies, disponibilidad de nutrientes, hidrodinámica y comunicación célula-célula (1,3,4). Las bacterias llegan a las plantas de producción, se adhieren, se multiplican y algunas dan lugar a la formación de biopelículas en donde las bacterias están embebidas en una matriz de polímeros extracelulares producidos por ellas mismas (1,5). Estas biopelículas sirven que son una fuente constante de bacterias causantes de deterioro de las maquinarias o de los alimentos y de bacterias patógenas para humanos de importancia en salud pública. (1,6-8).

Entre las bacterias patógenas formadores de biopelículas con importancia en la industria de alimentos se encuentran Listeria monocytogenes, Escherichia coli, Streptococcus suis, Salmonella spp, Yersinia enterocolitica, Campylobacter jejuni, Pseudomonas spp, Staphylococcus aureus y Bacillus cereus entre otros (9-11).

Las biopelículas y sus microorganismos son muy difíciles de erradicar debido a que son extremadamente resistentes a los desinfectantes (11,12). Por lo anterior las industrias deben tener implementados muy buenos programas de limpieza y desinfección para su eliminación. (13)

Por otro lado, las bacterias formadoras de biopelículas tienen mayor resistencia a antibióticos debido a varios factores, por ejemplo se ha demostrado que las bacterias muestran varios fenotipos con una amplia de reservorio para la liberación continuada de bacterias a los alimentos procesados que están en contacto con las superficies. La formación de biopelículas bacterianas o " biofilms" afectan la industria alimenticia en la producción y calidad de sus productos ya heterogeneidad replicativa y metabólica, lo cual afecta la acción del antibiótico, así como la composición de la biopelícula y su estructura hace más difícil la acción del antimicrobiano (7).

En Colombia se han realizado muy pocos estudios sobre la importancia de las bacterias resistentes a antibióticos transmitidas por alimentos, tema que en la actualidad está siendo evaluado por los países en desarrollo desde la producción primaria hasta el producto terminado, así como a nivel clínico, dedicando especial atención a la resistencia por parte de entero-patógenos (14). El objetivo de este estudio fue evaluar la resistencia a antibióticos y la capacidad formadora de biopelículas de bacterias aisladas de una planta de producción de alimentos.
MATERIALES Y MÉTODOS
Recolección de muestras y sitio de estudio. La recolección de muestras se realizó en una planta procesadora de alimentos ubicada en la ciudad de Bogotá, Colombia. Se llevó a cabo un frotis con hisopos en tres zonas diferentes de producción de alimentos: Zona 1: Lavadora de canastas de acero inoxidable, Zona 2: mesa de producción de acero inoxidable, y zona 3: banda empacadora en material plástico. En todas había evidencia visible de formación de biopelículas.

La zona 1 se encuentra alejada de la zona 2 y 3, la cuales comparten el mismo espacio. De cada zona se tomaron 5 muestras para un total de 15 muestras que fueron transportadas en agua peptonada al 0.1% (Oxoid,Lenexa,KS,USA) en condiciones de refrigeración.

Aislamiento e identificación de la microbiota bacteriana. Los análisis microbiológicos realizados se basaron en los protocolos del INVIMA(15) y FDA(16) para la búsqueda y el recuento de los siguientes microorganismos: Staphylococcus aureus, Enterococcus sp, Pseudomonas sp, bacterias acido lácticas (BAL), coliformes totales, sulfito reductores, aerobios mesófilos y búsqueda de Listeria monocytogenes y Salmonella spp. Adicionalmente para cada una de las colonias aisladas en VRBA (Agar violeta cristal rojo neutro bilis, OXOID) para Coliformes totales, SPC (Sthandar plate count, Sharlau) para aerobios mesófilos, y en Agar MRS (Man Rogosa sharpe, Sharlau) para bacterias acido lácticas, se realizó la identificación mediante métodos rápidos como API (Biomerieux), Crystal (BD) y Remel (Oxoid). Todas las cepas identificadas fueron conservadas en caldo de infusión cerebro-corazón (BHI, Oxoid, ).

Evaluación y cuantificación de biopelículas. Para la identificación y cuantificación de las biopelículas se llevó a cabo el procedimiento realizado por Oâ€™Toole et al (17). La cuantificación de la formación de biopelículas se realizó por medio de un espectrófotometro BioMate3 Thermo Spectronic.

Evaluación de resistencia a antibióticos. Todas las cepas recuperadas e identificadas se evaluaron frente a diferentes antibióticos siguiendo el método de Bauer et al (18). Se sembró una concentración aproximada de 6x108 células/mL (patrón MacFarland #2.0) en un medio de cultivo agar Muller-Hinton (Sharlau). Se colocaron sobre el agar inoculado sensidiscos (OXOID y BBL) con ocho diferentes antibióticos: estreptomicina (S), cefalotina (KF), penicilina G (P), vancomicina (VA), ácido nalidíxico (NA), ampicilina (AMP), kanamicina (K), gentamicina (CN), tetraciclina (TE). Se incubaron las cajas a 37+/-2°C por 24 horas en condiciones de aerobiosis. Pasado el tiempo de incubación se procedió a la medición de los halos de inhibición presentados como zonas claras alrededor del sensidisco. Se calculó el índice de resistencia múltiple a antibióticos (MAR), el cual se define como a/b, donde "a" representa el número de antibióticos para los cuales determinada cepa presenta resistencia, y "b", el número de antibióticos al cual se expuso dicha cepa. Un índice mayor a 0.2 indica que la bacteria presenta resistencia múltiple.

RESULTADOS

Caracterización e edentificación de la microbiota. Los resultados de los recuentos se basaron en la homogenización de las 5 muestras que se habían tomado separadamente de cada una de las zonas para al final tener resultados representativos ( Tabla 1).

Tabla 1. Recuento/Busqueda de bacterias en 3 zonas diferentes.

1. Lavadora de canasta, 2. Mesa de producción y 3. Banda empacadora.

Un total de 29 bacterias fueron aisladas e identificadas a partir de los medios de cultivo VRBA, y agar nutritivo utilizados para coliformes totales y aerobios mesófilos respectivamente ( Tabla 2).

Tabla 2. Cuantificación celular de biopeliculas por densidad optica (D.O)

De 29 aislamientos identificados en total se diferenciaron 13 géneros: Acinetobacter, Bacillus, Corynebacterium, Cedecea, Enterobacter, Klebsiella, Moellerella, Pantoea, Providencia, Pseudomonas, Serratia, Shigella y Staphylococcus. No se encontraron bacterias patógenas transmitidas por alimentos como S. aureus, L. monocytogenes, Salmonella spp, sulfito reductores y Enterococcus spp.

Se encontraron géneros compartidos en al menos dos de las zonas ( Tabla 2), como es el caso de Acinetobacter calcoaceticus presente en las tres zonas, y diferentes especies de Serratia, Enterobacter, Bacillus, entre otros, presentes en la zona 2 y 3 las cuales se encontraban localizadas en una misma área.

Evaluación y cuantificación de biopelículas. La prueba de biopelículas y la cuantificación de las células bacterianas mediante la medición de densidad óptica fue realizada a las bacterias identificadas (17). Respecto a la capacidad de formación de biopelículas en este estudio se encontró que todas las bacterias aisladas fueron productoras de biopelículas, algunas con mayor capacidad que otras, lo cual se evidenció con los resultados de las diferentes densidades ópticas ( Tabla 2). La mayor cuantificación celular fue presentada por Enterobacter cloacacae, Acinetobacter calcoaceticus, Serratia liquefaciens y Bacillus brevis, Bacillus sp, C. davisae y Shigella sp.

Ensayo de resistencia a antibióticos. Penicilina y vancomicina fueron los antibióticos en los cuales se encontró mayor resistencia, con porcentajes del 50 y 46,43% respectivamente ( Tabla 3). No se encontró ningún tipo de resistencia frente a gentamicina y kanamicina.

Tabla 3. Porcentaje de cepas resistentes a ocho antibióticos evaluados.

Estreptomicina (S), Cefalotina (KF), Penicilina G (P), Vancomicina (VA), Ãcido Nalidixico (NA), Ampicilina (AMP), Kanamicina (K), Gentamicina (CN). Tetraciclina (TE).

Se estableció el índice de resistencia múltiple, en el cual se demostró que de las 29 bacterias aisladas y caracterizadas, 16 presentaron coeficientes mayores a 0.2, lo que indica resistencia múltiple. S. liquefaciens, E. cloacae, Enterobacter fueron las bacterias multirresistentes con mayor índice de resistencia (MAR) ( Tabla 4). Las restantes, presentaron valores menores a 0.2 (datos no mostrados).

Tabla 4. Indice de resistencia multiple (MAR).

a/b, donde a: número de antobióticos a los que fue resitente, b: total de antibioticos analizados
DISCUSIÓN
Aislamiento e identificación de la microbiota bacteriana. Se lograron identificar en las diferentes zonas estudiadas ( Tabla 2) las mismas especies como es el caso de Acinetobacter calcoaceticus, Enterobacter cloacae presentes en la zona 1 y 3, Pantoea spp en la zona 2 y 3 y Providencia alcalifaciens en la 2 y 3, lo cual sugiere una misma fuente de contaminación o contaminación cruzada. Para verificar que realmente las bacterias presentes en las diferentes zonas tienen un mismo origen de contaminación se sugiere realizar técnicas moleculares especializadas.

Se aislaron aerobios mesófilos y coliformes totales en los tres puntos de muestreo, de los cuales el segundo (banda empacadora) y tercer punto (mesa de producción), presentaron una alta contaminación. Lo anterior es importante desde el punto de vista de inocuidad alimentaria, debido a que los alimentos están expuestos a contaminación en diferentes puntos del proceso de producción (1), a pesar de que no se encontraron bacterias patógenas transmitidas por alimentos. En este estudio se encontró un gran número de bacterias de la familia enterobacteriaceae como Pantoea, Providencia, Serratia, Shigella, etc., las cuales son indicadores de contaminación fecal. Estos resultados coinciden con lo reportado por otros autores (14,19), en donde los géneros más comunes de formación de biopelículas tanto a nivel clínico como en diferentes industrias, suelen ser las enterobacterias. En las tres zonas evaluadas se encontraron bacterias por contaminación ambiental, demostrando deficiencia en el programa de limpieza y desinfección, lo cual explica la presencia de biopelículas.

Evaluación y cuantificación de biopelículas. Enterobacter cloacacae, Acinetobacter calcoaceticus, Serratia liquefaciens y Bacillus brevis fueron las bacterias que presentaron mayor capacidad de formación de biopelículas, lo cual explica la presencia de este tipo de microorganismos en al menos dos de las tres zonas muestreadas. ( Tabla 3). Es importante resaltar que la mayoría de las bacterias aisladas e identificadas además de ser microbiota ambiental, también son frecuentemente reportadas como microorganismos importantes a nivel hospitalario, es decir que son agentes causantes de enfermedades nosocomiales precisamente por la capacidad de producir biopelículas y la alta resistencia a desinfectantes y antibióticos.

Este es el caso de Acinetobacter calcoaceticus, por ejemplo, con uno de los datos de cuantificación más altos reportados en este estudio. Asimismo, según estudios anteriores (20), es uno de los microorganismos más abundantes encontrados en biopelículas asociadas al empacado industrial de bebidas. Adicionalmente, este tipo de agentes están involucrados en la colonización e infección en pacientes inmuno-comprometidos, son patógenos oportunistas y por lo tanto no deberían estar presentes en una planta de alimentos procesados listos para el consumo (20,21).

Ensayo de inhibición por antibióticos. Se pudo observar una importante resistencia a una amplia gama de antibióticos, por parte de las bacterias formadoras de biopelículas. Se encontró alto porcentaje de cepas resistentes a la penicilina G y vancomicina lo cual podría ser una consecuencia del alto contacto con este tipo de antibióticos, y a la posible presión de selección debido al uso indiscriminado de los mismos, hecho que es preocupante hoy en día debido a la problemática creciente de farmacorresistencia (14).

Por otro lado, se observó una relación entre la formación de biopelícula y la resistencia a antibióticos, ya que la mayoría de los representantes de resistencia múltiple, son los mismos que presentaron densidades ópticas más altas por la formación de biopelículas. La presencia de estas bacterias multirresistentes a diversos antibióticos es un punto crítico a tratar no sólo a nivel industrial, sino a nivel clínico.

Este es uno de los primeros estudios que se ha realizado en Colombia sobre el conocimiento de la formación, composición y resistencia a antibióticos de bacterias cultivables en las biopelículas en plantas de alimentos, por lo tanto la metodología y la información suministrada en esta investigación es muy útil como un punto de partida para continuar abordando y profundizando en este tema de gran importancia e impacto tanto en la parte industrial y de salud pública.

En conclusión, la alta multirresistencia encontrada a antibióticos entre las bacterias analizadas podría ser un problema para salud pública ya que pueden ser transmitidas por alimentos. De igual manera es de gran importancia la capacidad de producción de biopelículas de la microbiota analizada así como la alta concentración de bacterias entéricas y ambientales, lo que sugiere deficiencia del programa de limpieza y desinfección de la planta.
Agradecimientos
Los autores agradecen a la Facultad de Ciencias de la Universidad de los Andes, Bogotá-Colombia por el apoyo y financiamiento para la realización de este proyecto.
REFERENCIAS
1. Kumar CG, Anand SK. Significance of microbial biofilms in food industry: a review. Int J Food Microbiol 1998; 42:9-27. [ Links ]

2. Kropfl K, Vladár P, Szabó K, ács E, Borsodi A, Szikora S, et al. Chemical and biologic characterization of biofilms formed on different substrata in Tisza river (Hungary). Environ pollut 2006; 144: 626-631. [ Links ]

3. Lee Wong AC. Biofilms in food Processing Environments. J Dairy Sci 1998; 81(10): 2765-2770. [ Links ]

4. Pace JL, Rupp ME, Finch RG. Biofilms, Infection, and Antimicrobial Therapy. Boca Raton: Taylor & Francis; 2005. [ Links ]

5. Jessen B, Lammert L. Biofilm and desinfection in meat processing plants. Int Biodet 2003; 51(4): 265-269. [ Links ]

6. Joseph B, Otta SK., Karunasagar I, Biofilm formation by Salmonella spp. on food contact surfaces and their sensitivity to sanitizers. Int J Food Microbiol 2001; 64:367-372. [ Links ]

7. Gunduz GT, Tuncel G. Biofilm formation in an ice cream plant. Antonie Van Leeuwenhoek 2006; 89:329-336. [ Links ]

8. Sharma M, Anand SK. Characterization of constitutive microflora of biofilms in dairy processing lines. Food Microbiol 2002; 19:627-636. [ Links ]

9. Rivas L, Fegan N, Dykes GA. "Attachment of Shiga toxigenic Escherichia coli to stainless steel". Int J Food Microbiol 2007; 115(1):89-94. [ Links ]

10. Wilks SA, Michels HT, Keevil CW. "Survival of Listeria monocytogenes Scott on a metal surfaces: Implications for cross-contamination". Int J Food Microbiol 2006; 111(2):93-98. [ Links ]

11. Harvey J., Keenan K.P, Gilmour A. Assessing biofilm formation by Listeria monocytogenes strains. Food Microbiol 2007; 24:380-392. [ Links ]

12. Lebert I, Leroy S, Talon R. Effect of Industrial and natural biocides on spoilage, pathogenic and technological strains grown in biofilm. Food Microbiol 2007; 24:281-287. [ Links ]

13. Gandhi M, Chikindas ML. Listeria: a foodborne pathogen that knows how to survive. Int J Food Microbiol 2007; 113 (1):1-15. [ Links ]

14. Organización panamericana de la Salud (OPS): Farmacorresistencia a los antimicrobianos; 2008. [Citado en Septiembre de 2008]. URL Disponible en: http://www.paho.org/Spanish/HCP/HCT/antimicrob_index.htm [ Links ]

15. Hernandez M, Rozo M, Ricaurte B, Llamosa, Cajiao Ana, Figueroa Graciela. Manual de técnicas de análisis para control de calidad microbiológica de alimentos para consumo humano. Instituto de vigilancia de medicamentos y alimentos INVIMA, 1998. [ Links ]

16. FDA U.S. Food and Drug administration. BAM: Staphylococcus aureus. Bacteriological Analytical Manual. Chapter 12. Staphylococcus aureus (En linea) Enero 2001. Fecha de acceso Enero 28 de 2010. URL disponible en: http://www.fda.gov/Food/ScienceResearch/LaboratoryMethods/BacteriologicalAnalyticalManualBAM/ucm071429.htm#authors. [ Links ] [ Links ]

18. Bauer AW, Kirby WM, Sherris JC, Turck M. Antibiotic susceptibility testing by a standardized single disk method. Am J Clin Pathol 1966; 45(4):493-496. [ Links ]

19. Universidad Complutense de Madrid. Sondas FISH para el control de biopelículas en la industria papelera. Sistema Madrid; 2008. [Citado en Septiembre de 2008] Disponible en http://www.madrimasd.org/noticias/Sondas-FISH-control-biopeliculas- industria-papelera/33624 [ Links ]

20. Dominguez M, Sepulveda M, Bello H, Gonzalez G, Mella S, Zemelman R. Aislamiento de Acinetobater spp. desde muestras clínicas en el Hospital Clínico Regional "Guillermo Grant Benavente", Concepción. Rev Chil Infect 2000; 17(4): 321-325. [ Links ]

21. Fernandez S, Orozco C, Martinez J. Caracterización parcial de los Polisacáridos excretados por una cepa nativa de Enterobacter cloacae. Revista Biología 2005; 19(1-2):74-80. [ Links ]

# data[].attributes.attachment_link.title
RESISTENCIA A ANTIBIOTICOS DE BACTERIAS AISLADAS DE BIOPELÍCULAS EN UNA PLANTA DE ALIMENTOS

# data[].attributes.attachment_link.description
ORIGINAL RESISTENCIA A ANTIBIOTICOS DE BACTERIAS AISLADAS DE BIOPELÍCULAS EN UNA PLANTA DE ALIMENTOS ANTIBIOTIC RESISTANCE OF BACTERIA ISOLATED FROM BIOFILMS IN A FOOD PROCESSING PLANT María Vanegas L1*, M.Sc, Nancy Correa C1, Microbióloga, Ana Morales M2, Microbióloga, Aída Martínez L1, M.Sc, Laura Rúgeles G1, M.Sc, Francy Jiménez I1, Microbióloga.

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
El biofilm es una población de células que crecen unidas a una superficie envueltas en una matriz de exopolisacaridos que las protege del ataque de los antibióticos. Más del 60% de todas las infecciones microbianas son causadas por biofilms, el aumento de la resistencia de estas comunidades a los antimicrobianos involucra varios mecanismos entre los que se incluyen: inactivación de los antibióticos por polímeros extracelulares o modificación enzimática, disminución de la tasa de crecimiento por limitación de nutrientes, cambios fenotípicos en las células bacterianas como resultado de la adquisición de genes de resistencia dentro del biofilm y la persistencia de un pequeño grupo de células en la comunidad bacteriana.

En el futuro inmediato el pronóstico para el tratamiento y erradicación de los biofilms no es muy alentador. El desarrollo de nuevos medicamentos es necesario y urgente para contrarrestar las infecciones en las cuales el biofilm esta involucrado. La infección por biofilm se demuestra por síntomas que clínicamente recurren durante el tratamiento con antibióticos. El Instituto Nacional de Salud de E.U. publicó recientemente que más del 60% de todas las infecciones microbianas son causadas por biofilms, de igual manera se les atribuye el 60% de las infecciones nosocomiales, incrementando la estancia hospitalaria, los costos de atención y la mortalidad debido a su gran resistencia a los antimicrobianos mil veces mayor que la de las células que viven en forma planctónica. La presente revisión tiene por objeto ilustrar sobre la formación del biofilm y el papel de este en el proceso infeccioso.

# data[].attributes.attachment_link.title
El papel del biofilm en el proceso infeccioso y la resistencia

# data[].attributes.attachment_link.description
El biofilm es una población de células que crecen unidas a una superficie envueltas en una matriz de exopolisacaridos que las protege del ataque de los antibióticos.

# data[].attributes.body
https://www.ingentaconnect.com/content/ben/cdd/2018/00000015/00000004/art00006

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
Background: Until recently, one of the main reasons for mortality has been infectious diseases, and bacteria that are drug-resistant have emerged as a result of the wide application, as well as the misuse of antibacterial medications. Having multidrug-resistance, bacteria present a great problem for the efficient management of bacterial infections and this challenge has resulted in the creation of other means of dealing with bacterial diseases. Of late, metallic nanoparticles (NPs), employed as antibacterial agents, have the potential for use against resistance to bacterial drugs.
Objective: The mechanisms of bacterial resistance are described in this review and this is followed by an outline of the features and uses of metallic NPs as antibiotic agents to address bacteria that are antibiotic- sensitive and resistant. Additionally, a general impression of metallic NPs as antibiofilm bactericidal agents is presented.
Conclusion: Biofilms and bacterial strains that are resistant to antibiotics present a grave public health challenge and this has enhanced the need to develop new bactericidal agents. Therefore, nanomaterials are considered as a potential platform for managing bacterial infections.

Keywords: Biofilm; antimicrobial activity; bismuth; gold; nanoparticles; selenium

Document Type: Review Article

Publication date: 01 May 2018

This article was made available online on 26 December 2017 as a Fast Track article with title: "The Role of Nanoparticles in the Inhibition of Multidrug-Resistant Bacteria and Biofilms".

More about this publication?

The aim of Current Drug Delivery is to publish peer-reviewed articles, short communications, short and in-depth reviews in the rapidly developing field of drug delivery. Modern drug research aims to build in delivery properties of a drug at the design phase, however in many cases this ideal cannot be met and the development of delivery systems becomes as important as the development as the drugs themselves.

The journal aims to cover the latest outstanding developments in drug and vaccine delivery employing physical, physico-chemical and chemical methods. The drugs include a wide range of bioactive compounds from simple pharmaceuticals to peptides, proteins, nucleotides, nucleosides and sugars. The journal will also report progress in the fields of transport routes and mechanisms including efflux proteins and multi-drug resistance.

The journal is essential for all pharmaceutical scientists involved in drug design, development and delivery.

Editorial Board

Information for Authors

Subscribe to this Title

Ingenta Connect is not responsible for the content or availability of external websites

Access Key

Free content

Partial Free content

New content

Open access content

Partial Open access content

Subscribed content

Partial Subscribed content

Free trial content

Cookie Policy
Cookie Policy
Ingenta Connect website makes use of cookies so as to keep track of data that you have filled in.I am Happy with this Find out more

# data[].attributes.attachment_link.title
The Role of Nanoparticles in the Inhibition of Multidrug-resistan...: Ingenta Connect

# data[].attributes.attachment_link.description
Background: Until recently, one of the main reasons for mortality has been infectious diseases, and bacteria that are drug-resistant have emerged as a result of the wide application, as well as the misuse of antibacterial medications.

# data[].attributes.body
https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/admi.201701331

# data[].attributes.body
https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0966842X1930126X

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
About ScienceDirect Shopping cart Contact and supportTerms and conditionsPrivacy policy

We use cookies to help provide and enhance our service and tailor content and ads. By continuing you agree to the use of cookies.

Copyright © 2020 Elsevier B.V. or its licensors or contributors. ScienceDirect ® is a registered trademark of Elsevier B.V.

# data[].attributes.attachment_link.title
Antimicrobial Tolerance and Metabolic Adaptations in Microbial Biofilms

# data[].attributes.attachment_link.description
Active bacterial metabolism is a prerequisite for optimal activity of many classes of antibiotics. Hence, bacteria have developed strategies to reduce…

# data[].attributes.body
https://pubs.acs.org/doi/full/10.1021/acs.accounts.8b00011

# data[].attributes.body
https://www.mdpi.com/2079-6382/10/1/3

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
Next Article in Journal

Next Article in Special Issue

Previous Article in Journal

Previous Article in Special Issue

All articles published by MDPI are made immediately available worldwide under an open access license. No special permission is required to reuse all or part of the article published by MDPI, including figures and tables. For articles published under an open access Creative Common CC BY license, any part of the article may be reused without permission provided that the original article is clearly cited.

Feature Papers represent the most advanced research with significant potential for high impact in the field. Feature Papers are submitted upon individual invitation or recommendation by the scientific editors and undergo peer review prior to publication.

The Feature Paper can be either an original research article, a substantial novel research study that often involves several techniques or approaches, or a comprehensive review paper with concise and precise updates on the latest progress in the field that systematically reviews the most exciting advances in scientific literature. This type of paper provides an outlook on future directions of research or possible applications.

Editor's Choice articles are based on recommendations by the scientific editors of MDPI journals from around the world. Editors select a small number of articles recently published in the journal that they believe will be particularly interesting to authors, or important in this field. The aim is to provide a snapshot of some of the most exciting work published in the various research areas of the journal.

You seem to have javascript disabled. Please note that many of the page functionalities won't work as expected without javascript enabled.

Unit of Microbiology and Immunology, Faculty of Veterinary, University of Zaragoza, Miguel Servet, 177, 50017 Zaragoza, Spain

Department of Molecular Microbiology, Institute of Biomembranes, Utrecht University, 3584 CH Utrecht, The Netherlands

Author to whom correspondence should be addressed.

These authors contributed equally to this work.

Received: 28 September 2020 / Revised: 15 December 2020 / Accepted: 19 December 2020 / Published: 23 December 2020

Multidrug resistant bacteria are a global threat for human and animal health. However, they are only part of the problem of antibiotic failure. Another bacterial strategy that contributes to their capacity to withstand antimicrobials is the formation of biofilms. Biofilms are associations of microorganisms embedded a self-produced extracellular matrix. They create particular environments that confer bacterial tolerance and resistance to antibiotics by different mechanisms that depend upon factors such as biofilm composition, architecture, the stage of biofilm development, and growth conditions. The biofilm structure hinders the penetration of antibiotics and may prevent the accumulation of bactericidal concentrations throughout the entire biofilm. In addition, gradients of dispersion of nutrients and oxygen within the biofilm generate different metabolic states of individual cells and favor the development of antibiotic tolerance and bacterial persistence. Furthermore, antimicrobial resistance may develop within biofilms through a variety of mechanisms. The expression of efflux pumps may be induced in various parts of the biofilm and the mutation frequency is induced, while the presence of extracellular DNA and the close contact between cells favor horizontal gene transfer. A deep understanding of the mechanisms by which biofilms cause tolerance/resistance to antibiotics helps to develop novel strategies to fight these infections. View Full-Text

▼ Show Figures

Graphical abstract

Uruén, C.; Chopo-Escuin, G.; Tommassen, J.; Mainar-Jaime, R.C.; Arenas, J. Biofilms as Promoters of Bacterial Antibiotic Resistance and Tolerance. Antibiotics 2021, 10, 3. https://doi.org/10.3390/antibiotics10010003

AMA Style

Uruén C, Chopo-Escuin G, Tommassen J, Mainar-Jaime RC, Arenas J. Biofilms as Promoters of Bacterial Antibiotic Resistance and Tolerance. Antibiotics. 2021; 10(1):3. https://doi.org/10.3390/antibiotics10010003

Chicago/Turabian Style

Uruén, Cristina, Gema Chopo-Escuin, Jan Tommassen, Raúl C. Mainar-Jaime, and Jesús Arenas. 2021. "Biofilms as Promoters of Bacterial Antibiotic Resistance and Tolerance" Antibiotics 10, no. 1: 3. https://doi.org/10.3390/antibiotics10010003

Note that from the first issue of 2016, MDPI journals use article numbers instead of page numbers. See further details here.

Article Access Map by Country/Region

Back to Top Top

# data[].attributes.attachment_link.title
Biofilms as Promoters of Bacterial Antibiotic Resistance and Tolerance

# data[].attributes.attachment_link.description
Multidrug resistant bacteria are a global threat for human and animal health. However, they are only part of the problem of antibiotic failure. Another bacterial strategy that contributes to their capacity to withstand antimicrobials is the formation of biofilms. Biofilms are associations of microorganisms embedded a self-produced extracellular matrix.

# data[].attributes.body
https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fmicb.2020.00928/full

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
State Key Laboratory of Ecological Pest Control for Fujian and Taiwan Crops & Key Laboratory of Biopesticide and Chemical Biology of Ministry of Education, College of Life Sciences & College of Plant Protection & International College, Fujian Agriculture and Forestry University, Fuzhou, China

Bacterial biofilms are complex surface attached communities of bacteria held together by self-produced polymer matrixs mainly composed of polysaccharides, secreted proteins, and extracellular DNAs. Bacterial biofilm formation is a complex process and can be described in five main phases: (i) reversible attachment phase, where bacteria non-specifically attach to surfaces; (ii) irreversible attachment phase, which involves interaction between bacterial cells and a surface using bacterial adhesins such as fimbriae and lipopolysaccharide (LPS); (iii) production of extracellular polymeric substances (EPS) by the resident bacterial cells; (iv) biofilm maturation phase, in which bacterial cells synthesize and release signaling molecules to sense the presence of each other, conducing to the formation of microcolony and maturation of biofilms; and (v) dispersal/detachment phase, where the bacterial cells depart biofilms and comeback to independent planktonic lifestyle. Biofilm formation is detrimental in healthcare, drinking water distribution systems, food, and marine industries, etc. As a result, current studies have been focused toward control and prevention of biofilms. In an effort to get rid of harmful biofilms, various techniques and approaches have been employed that interfere with bacterial attachment, bacterial communication systems (quorum sensing, QS), and biofilm matrixs. Biofilms, however, also offer beneficial roles in a variety of fields including applications in plant protection, bioremediation, wastewater treatment, and corrosion inhibition amongst others. Development of beneficial biofilms can be promoted through manipulation of adhesion surfaces, QS and environmental conditions. This review describes the events involved in bacterial biofilm formation, lists the negative and positive aspects associated with bacterial biofilms, elaborates the main strategies currently used to regulate establishment of harmful bacterial biofilms as well as certain strategies employed to encourage formation of beneficial bacterial biofilms, and highlights the future perspectives of bacterial biofilms.

Introduction

Despite the negative impacts, bacterial biofilms may also have beneficial effects ( Rosche et al., 2009). That is, the formation of bacterial biofilms is often important in agricultural and other industrial settings ( Bogino et al., 2013; Berlanga and Guerrero, 2016). These beneficial biofilms are currently used as biological control agents against phytopathogens and biofertilizers to enhance crop production ( Timmusk et al., 2017), for bioremediation treatment of hazardous pollutants ( Irankhah et al., 2019), for wastewater treatment ( Ali et al., 2018), for protection of marine ecosystem ( Naidoo and Olaniran, 2013), and for prevention of corrosion ( Jayaraman et al., 1997; Martinez et al., 2015). Although biofilms can be beneficial to agriculture and industry, people's understanding of the harmfulside of biofilms has been far better than the benefits for decades. Therefore, the beneficial aspects of biofilms will have great development prospects in the future.

Biofilms are complex surface attached communities of microorganisms held together by self-produced polymer matrixs mainly composed of polysaccharides, secreted proteins, and extracellular DNAs ( Tremblay et al., 2013). A biofilm can consist of a single microbial species or a combination of different species of bacteria, protozoa, archaea, algae, filamentous fungi, and yeast that strongly attach to each other and to biotic or abiotic surfaces ( Tomaras et al., 2003; Bogino et al., 2013; Silva et al., 2014; Costa-Orlandi et al., 2017; Raghupathi et al., 2017). The ability of microorganisms to develop biofilms has been shown to be an adaptable attribute of microbes ( Koczan et al., 2011). The formation of biofilm appears to be an age-old survival mechanism that provides microorganisms with better options compared to their planktonic cells ( Dang and Lovell, 2016), including stronger ability to grow in oligotrophic environments ( Bowden and Li, 1997), greater access to nutritional resources ( Dang and Lovell, 2016), improved survival to biocides ( Flemming et al., 2016), enhanced organism productivity and interactions ( Roder et al., 2018), as well as greater environmental stability ( Dang and Lovell, 2016). It can be seen that biofilms provide protection for bacteria and make them more suitable for the external environment under certain conditions.

Generally, bacterial biofilm formation relies on the interaction between the bacterial cells, the substrates and the surrounding media ( Van Houdt and Michiels, 2010). And the formation of bacterial biofilms is a multi-step process starting with reversible attachment to surfaces aided by intermolecular forces and hydrophobicity, and then progress to extracellular polymeric substances (EPS) production which enable the cells to permanently adhere to a surface ( Dunne, 2002; Bogino et al., 2013; Caruso et al., 2018). More specially, there are five main phases involved in the biofilm formation process: reversible attachment, irreversible attachment, EPS production, maturation of biofilm, and dispersal/detachment ( Stoodley et al., 2002; Toyofuku et al., 2016). However, the expression and regulation mechanisms of different species of bacteria on various phases of biofilms are quite diverse. Before fully understanding the formation process of all bacterial biofilms, researchers still have a long way to walk.

Nowadays, a variety of approaches, which were mostly concerned with interference against bacterial attachment, signal transduction (quorum sensing interference), and disruption of biofilm architecture, have been applied to inhibit formation of harmful biofilms ( Chung and Toh, 2014; Galie et al., 2018). In addition, formation of beneficial biofilms can be encouraged through manipulation of adhesion surfaces, quorum sensing (QS) signals and environmental conditions ( Upadhyayula and Gadhamshetty, 2010; Renner and Weibel, 2011; Mangwani et al., 2016). Compared with the researches that promote the formation of beneficial biofilms, the investigation on the prevention and control of harmful biofilms is much deeper.

In order to have a comprehensive understanding of bacterial biofilms beyond risk, this review describes the events involved in bacterial biofilm formation, lists the negative and positive aspects associated with bacterial biofilms, elaborates the main strategies currently used to regulate establishment of harmful bacterial biofilms as well as certain strategies employed to encourage formation of beneficial bacterial biofilms, and highlights the future perspectives of bacterial biofilms.

Risks of Bacterial Biofilms

Bacteria are able to colonize and form biofilms on virtually all kinds of surfaces, including natural and synthetic surfaces ( Hall-Stoodley et al., 2004; Sweet et al., 2011). Biofilms are responsible for chronic illness and nosocomial infections, industrial pipe fouling, spoilage of foods, contamination of sea food, and dairy products as well as ship hull fouling ( Zottola and Sasahara, 1994; Schultz et al., 2011; Abdallah et al., 2014; Khatoon et al., 2018). Therefore, the harmful effects of biofilms on human society are manifold.

Healthcare Issues

In the healthcare settings, biofilms have been shown to develop on medical device surfaces, dead tissues (e.g., sequestra of bones), and inside living tissues (e.g., lung tissue, teeth surfaces; Alav et al., 2018). They may develop on the surface of biomedical devices such as catheters, prosthetic heart valves, pacemakers, breast implants, contact lenses, and cerebrospinal fluid shunts ( Table 1; Hall-Stoodley et al., 2004; Wu et al., 2015). Both Gram-positive and Gram-negative bacteria may attach to and develop biofilms on the surfaces of these devices, but the most frequently reported biofilm forming bacteria are Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis and Pseudomonas aeruginosa ( Hall-Stoodley et al., 2004; Shokouhfard et al., 2015; Khatoon et al., 2018; Pakharukova et al., 2018). It is estimated that about two-thirds of indwelling devices related infections are caused by the staphylococcal species ( Khatoon et al., 2018). Bacterial biofilms can also develop in health care water distribution systems. P. aeruginosa can form biofilms on inner surfaces of metal pipes in hospital water system ( Loveday et al., 2014). In addition, biofilm forming bacteria contribute to a lot of life-threatening infections and diseases in humans such as cystic fibrosis (CF), otitis media, periodontitis, infective endocarditis (IE), chronic wounds, and osteomyelitis ( Southey-Pillig et al., 2005; Akyildiz et al., 2013; Masters et al., 2019). More specially, P. aeruginosa biofilm can cause severe pulmonary infections in patients with CF ( Southey-Pillig et al., 2005; Rabin et al., 2015); Haemophilus influenza biofilm is among the causative agents of otitis media ( Akyildiz et al., 2013; Bjarnsholt, 2013); Periodontitis, an infection of the gums that damages the soft tissues as well as bones supporting the teeth, is normally caused by the biofilms of Pseudomonas aerobicus and Fusobacterium nucleatum ( Jamal et al., 2018); The hypothesis that IE, notoriously difficult to treat, is a biofilm infection explains its resistance to antimicrobials and why surgical disruption and removal of the biofilm improves the chance of cure ( Elgharably et al., 2016); P. aeruginosa biofilm is also usually formed on chronic wound ( Rabin et al., 2015); and Chronic osteomyelitis is a biofilm infection, where microorganisms adhere to dead bone ( Zimmerli and Sendi, 2017). It is believed that biofilm-related organisms account for more than 65% of all microbial infections and exhibit high resistance to antimicrobial agents and components of the host defense system (both innate and adaptive; Jamal et al., 2018; Ciofu and Tolker-Nielsen, 2019). Herein, biofilms have huge impacts on human healthcare.

Table 1. Biofilm forming bacteria on medical devices.

Plant Diseases

Biofilm-related diseases have also been reported in agricultural settings. Xanthomonas citri biofilm can cause plant diseases like pierce's disease of grapevines and citrus canker ( Ference et al., 2018; Kyrkou et al., 2018). Strong biofilm producer Xylella fastidiosa can also cause pierce's disease of grapevines by blocking the plant vasculature ( Rudrappa et al., 2008; Kyrkou et al., 2018). Biofilms have also been implicated in brown spot disease of bean leaves caused by P. syringae pv. syringae ( Monier and Lindow, 2004; Danhorn and Fuqua, 2007). Similarly, P. aeruginosa biofilm on the roots of Arabidopsis and Ocimum basilicum (sweet basil) can cause mortality in a short time. Ralstonia solanacearum, an important plant pathogenic bacterium reported to form biofilms on the surfaces of xylem vessels, cause bacterial wilt disease in plants ( Yao and Allen, 2007; Mori et al., 2016). It is becoming obvious that bacteria can form biofilms when colonizing different plant surfaces.

Food Safety and the Food Industry

Within the food industry, biofilms can occur on surfaces contacting with, or without foods ( Zottola and Sasahara, 1994; Kumar and Anand, 1998). Biofilms are responsible for about 60% of foodborne outbreaks ( Han et al., 2017). Therefore, the presence of biofilms in food processing environments poses significant risk to food safety and the food industry ( Galie et al., 2018). In the food processing environments, contaminants mostly come from the surrounding air, equipments, or food surfaces ( Kumar and Anand, 1998). Then biofilms growing in food processing environments may lead to spoilage of food, which in turn can cause serious public health risk to consumers and serious economic consequences ( Coughlan et al., 2016; Galie et al., 2018). The most common biofilm forming foodborne pathogens and spoilage organisms are Listeria monocytogenes (a ubiquitous species that can cause abortion in pregnant women and other complications in immunocompromised individuals; Galie et al., 2018), Salmonella spp. (a major cause of foodborne diseases which can lead to Reiter's syndrome or even death; Ajene et al., 2013; Wirtanen and Salo, 2016), Escherichia coli 0157:H7 (a strain which is responsible for hemorrhagic colitis; Wirtanen and Salo, 2016), Pseudomonas spp. (a ubiquitous spoilage organism which produces proteases with negative impacts on foods; Rajmohan et al., 2002), Vibrio parahaemolyticus (its infection most commonly associated with consumption of undercooked seafood; Yeung and Boor, 2004), Clostridium perfringens (a species producing different toxins; Wirtanen and Salo, 2016), Campylobacter jejuni (a major cause of human bacterial gastroenteritis; Wirtanen and Salo, 2016), Bacillus spp. (a species secreting toxins that can cause diarrhea and emetic syndrome; Galie et al., 2018), S. aureus (a species secreting enteric toxins that cause foodborne intoxications; Argudin et al., 2010), Shewanella putrefaciens (a species producing volatile sulfides, amines, and trimethylamine; Bagge et al., 2001), Cronobacter spp. (a genus mostly causing infections in infants and immunocompromised individuals; Wirtanen and Salo, 2016), and Geobacillus stearothermophilus (a common contaminant of dairy products; Table 2; Burgess et al., 2017). These organisms even can establish multi-species biofilms, which are more stable and difficult to control ( Bagge et al., 2001; Coughlan et al., 2016; Han et al., 2016; Wirtanen and Salo, 2016; Galie et al., 2018). Biofilms are also responsible for serious technical challenges of food industry in that they may prevent the flow of heat across equipment surfaces, increase the fluid frictional resistance at the surfaces, and promote the corrosion rate of the surfaces, leading to loss of production efficiency ( Chmielewski and Frank, 2003; Meesilp and Mesil, 2019). In a word, biofilms have the danger of direct contamination with pathogenic bacteria in the food industries, as well as the risk of contamination of instruments and equipment.

Table 2. Representative of foodborne bacteria that can form biofilms.

Drinking Water Distribution Systems

Biofilms are the predominant mode of microbial growth within the drinking water distribution systems ( Mahapatra et al., 2015; Liu et al., 2016). It is well documented that biofilms represent one of the major problems in drinking water distribution systems ( Douterelo et al., 2016; Prest et al., 2016). The consumption of contaminated water with pathogenic biofilms has been linked to human infections and waterborne outbreak ( Angles et al., 2007; Prest et al., 2016). And the major biofilm producing bacteria in drinking water are P. aeruginosa, Campylobacter jejuni, Legionella pneumophila, Mycobacteria, Aeromonas hydrophila, and Klebsiella pneuminiae ( Prest et al., 2016; Chan et al., 2019). Since bacterial cells can attach and develop biofilms on the inner surfaces of piping systems from which cells could be detached into the bulk water, they may cause biocorrosion of pipes, undesirable water quality changes affecting color, taste, turbidity and odors, and reduction of heat exchange efficiency ( Prest et al., 2016). More specially, the major biofilm producing bacteria known to promote corrosion of metals are sulfate-reducing bacteria, sulfur-oxidizing bacteria, iron-oxidizers, iron-reducers, and manganese-oxidizers ( Kip and van Veen, 2015). All in all, biofilms can affect the safety of drinking water and adversely affect water pipelines.

Marine Biofouling

Benefits of Bacterial Biofilms

Despite their negative impacts in ecosystems, biofilms have positive effects in agricultural, and other industrial settings ( Bogino et al., 2013; Berlanga and Guerrero, 2016). That is, they could be used for plant protection, bioremediation, wastewater treatment, prevention of corrosion, and other useful applications ( Table 3; Morikawa, 2006; Singh et al., 2006; Edwards and Kjellerup, 2013; Naidoo and Olaniran, 2013; Singh et al., 2019). As researches progress, the beneficial aspects of biofilms will receive more attention.

Table 3. Examples of beneficial applications of bacterial biofilms.

Plant Protection Agents

Biofilm formation triggers a number of beneficial effects such as biocontrol and symbiosis. In plants, bacterial biofilms can be formed on the surfaces of leaves, roots, and stems ( Morikawa, 2006; Bogino et al., 2013; Schirawski and Perlin, 2018). Biofilm-forming rhizobacteria can act as biocontrol agents due to their successful colonization of plants surfaces ( Bais et al., 2004; Vejan et al., 2016). Such rhizobacteria belong to Bacillus, Pseudomonas, Streptomyces, Serratia, and Stenotrophomonas ( Arrebola et al., 2019). Beneficial bacteria could also be used as biofertilizers to promote plant growth through nitrogen fixation, mineral nutrient uptake, phytohormone production, and disease suppression as well as protection from both biotic and abiotic stresses ( Bais et al., 2004; Khan et al., 2018).

The genus Bacillus consists of important plant-associated strains employed for both biocontrol and plant growth promotion ( Morikawa, 2006). For example, Bacillus subtilis is a prominent rhizobacterium which is used as an efficient biocontrol and growth promotion agent to protect plants from bacterial and fungal pathogens due to the formation of robust biofilms and the production of several antagonistic metabolites ( Bais et al., 2004; Morikawa, 2006). These metabolites mainly include lipopeptides (such as surfactin, iturin, and fengycins), bacteriocins and siderophores ( Meena and Kanwar, 2015; Fira et al., 2018). The colonization by B. subtilis in plant roots is associated with surfactin production and biofilm formation, and the surfactin confers protection of plants from pathogen Pseudomonas syringae infection ( Bais et al., 2004; Stein, 2005).

A large number of root-associated Pseudomonas spp. can act as biocontrol agents. They can produce a wide range of antagonistic compounds, including cyclic lypopeptides, pyrrolnitrin, and phenazines, to prevent proliferation of plant pathogens ( Arrebola et al., 2019). For example, priming the seeds with phenazine-producing Pseudomonas chlororaphis can provide protection of barley and oats against seed borne diseases ( Chin-A-Woeng et al., 2003); Pseudomonas putida 06909 attaches and colonizes the hyphae of citrus root rotting fungus Phytophthora parasitica by feeding on its exudates and then develop a biofilm around the citrus roots, which prevents further proliferation of the fungus ( Steddom et al., 2002; Pandin et al., 2017); and Peanut rhizosphere biofilm formation by Paenibacillus polymyxa provides protection of peanut plants against crown root rot disease caused by Aspergillus niger ( Haggag and Timmusk, 2008). Rhizhosphere colonization of beneficial biofilms usually offer excellent plant growth promotion and protection against phytopathogens ( Das et al., 2017).

Bioremediation

Bioremediation is a process that employs living organisms or their derivatives for treatment of hazardous substances from the environment (soil, water, and air) into lesser or harmless compounds ( van Dillewijn et al., 2009). It is thought to be a better option than conventional physical and chemical remediation measures with regard to cost and environmental safety ( Singh et al., 2006). Moreover, biofilm-mediated remediation methods exhibit higher efficiency in transforming toxic wastes because of improved bioavailability of the pollutants to degrading organisms and enhanced adaptability of degrading microorganisms to different toxic compounds ( Upadhyayula and Gadhamshetty, 2010). The process usually occurs as part of microbial metabolism and relies on the enzymatic attack by microbes to convert environmental pollutants into innocuous products ( Karigar and Rao, 2011). Numerous microorganisms are capable of transforming wide varieties of environmental pollutants into non-toxic forms ( van Dillewijn et al., 2009). Microbial bioremediation can be at the site of contamination ( in situ) or off the place of contamination ( ex situ; Kapley and Purohit, 2009). It can be achieved through the incorporation of limiting nutrients and electrons (biostimulation) or by the addition of microbes at the polluted sites (bioaugmentation) to promote the transformation process ( Mangwani et al., 2016).

Compared with their planktonic counterparts, microorganisms living in biofilms display greater tolerance to contaminants, higher chance of survival and adaptation as well as stronger abilities to decompose different pollutants through catabolic pathways ( van Dillewijn et al., 2009). Biofilm forming bacteria can efficiently be used in the remediation process as cells are encased within a matrix of EPS, which offers protection against several environmental hazards ( Mangwani et al., 2016). In addition, biofilms provide an essential habitat which encourages intercellular gene transfer, cellular communication with QS, cohesion and metabolite diffusion as well as bacterial chemotaxis characteristic ( Santos et al., 2018).

Biofilm mediated remediation can harbor diverse species of both aerobic and anaerobic bacteria that often use the degradation of pollutants as an energy source ( Rodriguez-Martinez et al., 2006). During aerobic degradation, bacteria can use oxygen as final electron acceptor to breakdown toxic contaminants into innocuous products, mainly carbon dioxide, and water ( Edwards and Kjellerup, 2013; Azubuike et al., 2016). In anaerobic conditions, electron acceptors such as nitrate and sulfate can play the role of oxygen to transform contaminants into less toxic or harmless substances and the byproduct may depend on the electron acceptor ( Rodriguez-Martinez et al., 2006).

Currently, there is an increasing interest in the use of bacterial biofilms mediated remediation for removal of different kinds of environmental pollutants like oil spills, persistent organic pollutants (such as polycyclic aromatic hydrocarbons, polychlorinated biphenyls, and polychlorinated ethenes), heavy metals, dyes, explosives, pesticides, and pharmaceutical products ( Edwards and Kjellerup, 2013). Hence, biofilm-mediated bioremediation is employed in the industry for remediation of contaminated soil and groundwater ( Edwards and Kjellerup, 2013). Pseudomonas, Dehalococcides, Arthrobacter, Bacillus, Alcanivorax, Cycloclasticus, Burkholderia, and Rhodococcus can remediate these pollutants ( Dasgupta et al., 2013; Yoshikawa et al., 2017). It is likely that more and more bacterial biofilms will be applied to bioremediation.

Wastewater Treatment

Nowadays, water contamination caused by industrialization, population growth, and urbanization has become a major global threat ( Daud et al., 2017). Wastewater is composed of a broad range of organic and inorganic contaminants originating from storm water, agriculture, industry, domestic, and commercial sewage ( Naidoo and Olaniran, 2013). The treatment of wastewater is essential to the protection of aquatic ecosystems and public health ( Naidoo and Olaniran, 2013). There are several physicochemical processes for wastewater treatment such as coagulation/flocculation, membrane filtration systems, and electrochemical treatment ( Kobya et al., 2009; Francis et al., 2016; Favero et al., 2018). Even though these processes provide effectiveness, they experienced difficulty in removing organic matters in that the main components in the conventional water treatment systems are disinfection and filtration ( Hlihor et al., 2017). Bacterial communities have been employed to neutralize and degrade organic and inorganic compounds in wastewater through the use of biofilm-based wastewater treatment technology. Removal of excess nutrients from wastewater is also imperative to avoid aquatic eutrophication which leads to anoxia ( Yamashita and Yamamoto-Ikemoto, 2014). The basic nutrients present in wastewater are mostly nitrogen and phosphorous ( Yamashita and Yamamoto-Ikemoto, 2014). Hence, among the bacterial species used in wastewater treatment are often denitrifying species or those capable of neutralizing phosphorous ( Zielinska et al., 2016).

Biologically active carbon (BAC) process, one of the water treatment biotechnologies, uses granular activated carbon (GAC) as a water filtration media to physically remove water-borne disease causing microorganisms, organic matter and in organic substances ( Shirey et al., 2012). After the GAC media particles became exhausted, the rough porous surfaces of this GAC are amenable to colonization of bacteria and formation of bacterial biofilms, which degrade phosphorous and nitrogen-containing compounds, organic carbon as well as other entrapped contaminants in the influent water ( Simpson, 2008). Currently, biofilm reactors are developed for wastewater treatment such as membrane reactors, moving beds, fluidized beds, and rotating contactors ( Huang et al., 2019).

Biofilms can also be used in bioelectrochemical systems (BESs; Upadhyayula and Gadhamshetty, 2010). BESs are bioreactors that utilize microorganisms as catalysts to convert the energy present in organic wastes into electrical energy ( Bajracharya et al., 2016). BESs can facilitate wastewater treatment, bioremediation as well as production of power, fuels and chemicals ( Ren et al., 2019). BES electrode surface remodeling has been considered an effective technique to improve the performance of BESs ( Ren et al., 2019). Microbial fuel cells (MFCs) are a type of BESs that offer another approach for wastewater treatment in an inexpensive way ( Ren et al., 2008; Mei et al., 2017). All sorts of wastewater containing compounds degradable by bacteria can be treated by MFCs, including brewery effluent, petroleum contaminants, domestic wastes, food processing waste, swine manure slurry, landfill leachate, and so on ( Franks and Nevin, 2010; Gude, 2016a). MFC uses bacteria in the waste as a biocatalyst to convert the chemical energy present in the wastes to electrical energy using oxidation-reduction reactions ( Franks et al., 2010; Angelaalincy et al., 2018). MFCs are primarily made of an anode and a cathode separated by a semi-permeable membrane ( Franks et al., 2010). The use of MFCs for wastewater treatment needs a design which permits the passage of wastewater through the cell over the anode surface. Bacterial attachment, colonization and biofilm development occur on the anode surface, the bacteria then oxidize the substrate in wastewater to produce electrons and protons. The electrons released during oxidation flow to the cathode via an electrical circuit to generate current ( Ali et al., 2018; Singh et al., 2019). At the cathode, electron acceptors (usually oxygen) react with protons, and electrons to generate water vapor-like reduced compounds ( Cao et al., 2019). Most of the MFCs configurations can achieve chemical oxygen demand (COD) removal efficiencies at wastewater treatment ( Liu et al., 2004; Min et al., 2005; Gude, 2016b). Liu et al. (2004) were the first to initiate the application of MFCs, which reached 80% of COD removal efficiency from real domestic wastewater with a maximum electrical power generation of 26 mW/m ² using a single-chamber MFC. Min et al. (2005) had demonstrated that COD and ammoniacal nitrogen (NH⁺₄-N) removal are 86% and 83% with a maximum power output of 45 mW/m ² when a swine wastewater is treated with a dual-chambered MFC.

Prevention and Control of Corrosion

Corrosion has now been widely acknowledged as a big problem in drinking water distribution systems, medical, marine, and food processing industry ( Prest et al., 2016; Jia et al., 2017; Guo et al., 2018). Both chemical and biological factors can accelerate the rate of corrosion ( Kip and van Veen, 2015). Obviously, the activities of microbes on surfaces of metallic materials can either inhibit or promote corrosion ( Zuo, 2007). Different strategies, including protective coatings, biocides, cathodic protection and corrosion inhibitors, have been developed to prevent corrosion ( Zuo, 2007). However, more recently there has been increased interest in the use of beneficial bacterial biofilms to prevent corrosion because of their effectiveness, cost effective and nature friendly behavior ( Zuo, 2007; Guo et al., 2018). The potential strategies may involve: (i) removal of corrosive substances such as oxygen by aerobic bacteria through respiration; (ii) inactivation of corrosive inducing bacteria like sulfate reducing bacteria by inhibitory antimicrobial compounds secreted within biofilms; (iii) production of protective coats such as γ-polyglutamate by biofilms; and (iv) biofilms formation serving as a diffusion barrier to hinder dissolution of metals ( Zuo, 2007; Guo et al., 2018). A gramicidin-S-producing Bacillus brevis biofilm has been reported to curtail the rate of corrosion in mild steel by suppressing the growth of sulfate-reducing bacterium Desulfosporosinus orientis and the iron-oxidizing bacterium Leptothrix discophora SP-6 ( Zuo et al., 2004). Also, the antimicrobial compounds indolicidin, bactenecin and probactenecin produced by genetically engineered B. subtilis biofilm can suppress metal corrosion by inhibiting the growth of D. vulgaris and D. gigas (sulfate-reducing bacteria; Zuo, 2007). Although, both aerobic and anaerobic biofilms are able to reduce corrosion rates on the surfaces of different materials, the aerobic biofilms remarkably suppress metal corrosion, which suggests that oxygen consumption can further enhance corrosion protection ( Kip and van Veen, 2015). Anticorrosive approach via beneficial biofilms has been successfully reported for stainless steel, carbon steel, copper, and aluminum ( Guo et al., 2018). The use of bacterial biofilms for prevention and control of corrosion is a relatively new direction and deserves special attention.

Biofilm Formation Process

Bacteria form biofilms in response to environmental stresses such as UV radiation, desiccation, limited nutrients, extreme pH, extreme temperature, high salt concentrations, high pressure, and antimicrobial agents. Herein, the events leading to bacterial biofilm formation are complex ( O'Toole et al., 2000; Hall-Stoodley et al., 2004; Lopez et al., 2010; Galie et al., 2018). It is generally believed that biofilm formation starts with a reversible attachment of bacteria onto a surface, followed by the irreversible attachment, usually aided by adhesive structures of bacteria and short-range interactions. Their reversible attachment is progressed through the production of EPS. Later, they develop into an organized structure entrapped in an EPS matrix. Finally, bacterial cells can escape from the mature biofilm and disperse into the environment to colonize new niches ( Berne et al., 2015; Hoffman et al., 2015; Limoli et al., 2015; Toyofuku et al., 2016). These phases of biofilm formation are illustrated in Figure 1. Five main phases leading to the development of free-living planktonic life form into a sedentary "biofilm" lifestyle are discussed below.

Figure 1. The five main phases leading to the development and dispersal of biofilm.

Reversible Attachment

Bacterial attachment is the initial step of biofilm formation. It begins with the favorable interaction between a few planktonic cells and substrate surfaces. The bacteria must be transported to the surfaces by Brownian motion, sedimentation, or convection ( Palmer et al., 2007). Chemotaxis is the directed movement of bacterial cells toward a nutrient source or chemoattractants (e.g., amino acids and sugars) along a concentration gradient in mobile fluids. It occurs in virtually all microorganisms and can facilitate bacterial growth on surfaces by enabling cell-surface interactions ( Vladimirov and Sourjik, 2009; Porter et al., 2011). Once the cells reach a surface, the interaction between the cell surfaces and the conditioned surface depends on the net sum of repulsive or attractive forces generated between the two surfaces. If the attractive forces are greater than the repulsive forces, the bacteria will attach to the surface and vice versa ( Dunne, 2002; Carniello et al., 2018). This initial attachment is achieved through the effects of non-specific physical forces such as electrostatic forces, hydrophobic interactions and Lifshitz-van der Waals interactions ( Dunne, 2002; Carniello et al., 2018). Bacterial attachment has been interpreted within the scope of the classical Derjaguin, Verwey, Landau, and Overbeek (DVLO) DVLO theory, the extended DVLO model, and the thermodynamic approaches ( Perni et al., 2014; Zhang et al., 2015; Carniello et al., 2018). These theories describe attachment as the result of a balance between attractive Lifshitz-van der Waals interactions and repulsive forces, based upon electrostatic forces ( Morra and Cassinelli, 1997; Rijnaarts et al., 1999), in addition to hydration forces ( Jucker et al., 1998; Hermansson, 1999). In general, the reversible bacterial attachment to a surface involves deposition of a bacteria to a substrate in such a way that the bacteria remain in a two dimensional Brownian motion and can be easily detached from the surface by either bacterial mobility or shearing effects of a fluid flowing over the surface ( Li and Tang, 2009; Carniello et al., 2018).

Both inert and biological surfaces can be used for initial bacterial attachment. In fact, any substance coming into contact with bacterial suspension is considered to be a substrate for biofilm growth ( Donlan, 2002; Tuson and Weibel, 2013). The physicochemical properties of a substratum surface can affect bacterial attachment and how quickly biofilms develop, including surface roughness, hydrophobicity, surface charge, and presence of conditioning films ( Donlan, 2002; Srey et al., 2013).

Surface hydrophobicity, the strongest long range non-covalent interactions in biological systems, has been thought to play an important role in bacterial attachment. Hydrophobic surfaces seem to be easier for bacteria to colonize than hydrophilic materials ( Teixeira and Oliveira, 1999; Donlan and Costerton, 2002; Sousa et al., 2011). This is probably because hydrophobicity reduces repulsive forces between the bacterial surface and colonization substratum. Yu et al. (2016) attributed hydrophobicity and surface roughness of substratum to the early attachment of Streptococcus mutans. Teixeira and Oliveira (1999) also reported the positive correlation between the degree of hydrophobicity of polymeric substrate materials and the number of attached Alcaligenes denetrificans. A notable exception, however, is that L. monocytogenes is likely to attach to hydrophilic substrates such as stainless steel than hydrophobic surfaces like polytetrafluoroethylene (PTFE; Chavant et al., 2002). This might be due to the fact that attachment of bacterial cells is also influenced by bacterial surface hydrophobicity, which in turn depends on bacterial growth rate, bacterial species, and growth medium ( Vacheethasanee et al., 1998; Katsikogianni and Missirlis, 2004). Vacheethasanee et al. (1998) observed that S. epidermidis strains with higher surface hydrophobicity attached to a greater extent than the ones with less surface hydrophobicity to polyethylene (PE). Studies have shown that hydrophobicity affects attachment of spores to surfaces, and that the more hydrophobic a surface or bacterium, the stronger the attachment ( Husmark and Rönner, 1992; Faille et al., 2002). Husmark and Rönner (1992) reported that the hydrophobicity of B. cereus spores and hair like appendages surrounding the spores influenced attachment to inert surfaces. Hydrophobicity of bacteria can be determined by bacterial adherence to hydrocarbons (BATH) also currently known as microbial adherence to hydrocarbons (MATH), hydrophobic interaction chromatography (HIC), and contact angle measurements ( Ukuku and Fett, 2002; Palmer et al., 2007). The choice of bacteria to attach to hydrophobic or hydrophilic surfaces depends on the structures and complex physiological and biochemical characteristics of both bacteria and their contacting surfaces.

Surface charge is another physical factor that affects the adhesion of bacteria to substratum. It is widely believed that most bacterial cells have a net negative surface charge due to the presence of considerable amount of carboxyl, amino, and phosphate groups ( Dziubakiewicz et al., 2013). Thus, surface that is positively charged promotes bacterial attachment while a negatively charged surface will encourage resistance to bacterial attachment ( Tuson and Weibel, 2013). It should be further noted that the surface charge of bacteria differs between bacterial species and is influenced by growth medium, bacterial age, pH, and ionic strength ( Katsikogianni and Missirlis, 2004). It is often describes by the zeta potential ( Palmer et al., 2007). Studies investigating the influence of surface charge on the adhesion ability of E. coli to inert surfaces have shown positive relationship in some cases ( Dickson and Koohmaraie, 1989; Ukuku and Fett, 2002) and no correlation in the other ( Rivas et al., 2007). The discrepancies in these studies could be due to the employed methods, which utilized different growth media and buffers, to demine bacterial surface charge. Similarly, QS in E. coli causes an increase in the negative charge on cell surfaces, which in turn promote the association of bacteria with surfaces during the early phases of biofilm formation ( Tuson and Weibel, 2013). Electrostatic interaction chromatography (ESIC) has been widely used to measure bacterial surface charge ( Ukuku and Fett, 2002).

Nearly all bacteria moving from liquid media toward surfaces make their first contact with conditioning films. The films are essential in the bacterial adhesion process and are formed as a result of adsorption of nutrient molecules onto the material surfaces which lead to changes in physicochemical characteristics of the surfaces and in turn affect the bacterial attachment ( Lorite et al., 2011). These films are formed within minutes of exposure with concomitant growth for several hours ( Donlan, 2002).

Irreversible Adhesion

The irreversible attachment is attained through the effects of short range interactions such as dipole-dipole interactions, hydrogen, ionic and covalent bonding, and hydrophobic interactions with involvement of bacterial structural adhesions ( Bos et al., 1999). The surface of bacteria is gifted with different adhesins that are projected away from the cell surface into the extracellular environment ( Berne et al., 2015). So far, adhesive structures of bacteria, including flagella, pili/fimbriae, and non-fimbrial adhesions, were identified to be involved in the development of biofilms ( Berne et al., 2015). The presence of these surface organelles help bacterial cells to make first physical contact with substrates ( Petrova et al., 2012; Berne et al., 2015; Carniello et al., 2018). Flagellum is a whip like filamentous appendage concerned with bacterial locomotion ( Haiko and Westerlund-Wikstrom, 2013). Flagella driven motility can either be swimming (in liquids) or swarming (on solid moist surfaces). Various species of bacteria exhibit both type of movements to navigate bacterial cells toward a favorable environment and to attach onto a surface ( Kearns, 2010; Hintsche et al., 2017). Numerous studies have reported the importance of flagella mediated motility in early attachment and subsequent biofilm formation. Flagella can initiate the adhesion of cells to surfaces by overcoming the repulsive forces that might hinder cell to surface interactions ( Van Houdt and Michiels, 2005; Terashima et al., 2008; Lemon et al., 2007; Haiko and Westerlund-Wikstrom, 2013; Wood, 2013). Non-flagellated mutants of L. monocytogenes were impaired in surface adhesion compared to the wild type with short incubation periods. However, with longer times of incubation, surface coverage by non-flagellated mutant cells almost reach the same level as flagellated cells, suggesting that the presence of flagella is crucial for initial and early attachment ( Vatanyoopaisarn et al., 2000).

Pili/fimbriae are also filamentous appendages used for bacterial attachment to each other and early cell-surface attachment ( Konto-Ghiorghi et al., 2009; Maldarelli et al., 2016). For example, P. aeruginosa can employ a pilus mediated form of bacterial surface movement called twitching motility ( Alarcon et al., 2009). In K. pneumoniae, Streptococcus agalactiae, Clostridium difficile, and Acinetobacter baumannii, pili play important roles in their early attachment to surfaces ( Konto-Ghiorghi et al., 2009; Maldarelli et al., 2016; Pakharukova et al., 2018). Type 1 and type 3 fimbriae on the surface of K. pneumoniae facilitate attachment on abiotic surfaces and formation of mature biofilm, while only type 1 fimbriae initiate attachment of E. amylovora on abiotic surfaces and biofilm formation ( Di Martino et al., 2003; Murphy et al., 2013). And the wild type of E. amylovora attached in greater numbers to surfaces than the mutant type with a deletion in type I fimbriae, which suggests the importance of adhesion structures in the formation of mature biofilms ( Koczan et al., 2011). Additionally, thin aggregative fimbriae, also called curli fimbriae and antigen 43, are found to enhance initial surface attachment of bacteria ( Heras et al., 2014; Carter et al., 2016). Moreover, distinct adhesins in some bacteria might be used to mediate transition from transient to permanent surface attachment. For example, formation of the monolayer in Caulobacter crescentus is mediated by a strong adhesive polysaccharide called the holdfast ( Karatan and Watnick, 2009). Another example is polysaccharide intercellular adhesin (PIA) produced by S. epidermidis that is essential for cell to cell attachment and subsequent biofilm development ( Rohde et al., 2010).

Bacterial pathogens also generate special adhesins that enable them not only adhere to receptors on eukaryotic cell surface but also facilitate their internalization. For instance, Yersinia pseudotuberculosis and Yersinia enterocolitica produce a protein invasin which adheres to β1 integrins on the surface of M-cells and causes crossing of Yersinia into M-cells ( Bonazzi et al., 2009; Karatan and Watnick, 2009).

A cell-to-cell signaling mechanism called QS also coordinate individual cells to initiate formation of bacterial biofilms ( Abraham, 2016). Using QS, bacteria synthesize and release first messengers like chemical signals (autoinducers, AIs) to enable cell-to-cell communication within bacterial population ( Li and Tian, 2012; Papenfort and Bassler, 2016). Both Gram-negative and Gram-positive bacteria employ cell-to-cell signaling mechanisms to regulate biofilm formation. Gram-negative bacteria primarily used acyl homoserine lactones (AHLs), whereas Gram-positive bacteria used oligopeptides, universal AIs that can be utilized by both Gram-negative and Gram-positive bacteria ( Miller and Bassler, 2001; Sperandio et al., 2001; Sun et al., 2004).

EPS Production

The main constituents of EPS, including polysaccharides, proteins, DNAs, lipids and other polymeric compounds, depend on the bacterial species, and the environmental conditions ( Myszka and Czaczyk, 2009; Kostakioti et al., 2013; Limoli et al., 2015; Jayathilake et al., 2017; Bacosa et al., 2018; Costa et al., 2018). Polysaccharides are a major constituent of the EPS matrix and necessary for biofilm development and growth in most bacteria ( Flemming et al., 2016). In Gram-negative bacteria, the polysaccharides are usually neutral or polyanionic. The anionic property is considered to be as a result of the presence of uronic acids or ketal-linked pyruvates. This is thought to facilitates association of divalent cations such as magnesium and calcium, which are very important for cross-linking of polymer strands leading to greater binding force in a developed biofilm formation ( Donlan, 2002). In Gram-positive bacteria such as Staphylococci, however, the EPS is mainly cationic ( Donlan, 2002). EPS matrix also contains considerable amounts of proteins such as enzymes and proteinaceous structures like pili and fimbriae. Besides, DNA is an integral part of EPS matrix which acts as an intercellular connector ( Flemming et al., 2016). Lipids found in the matrix also play important roles for the attachment of Thiobacillus ferrooxidans ( Flemming et al., 2016).

Biofilm Maturation

At this phase, the genetic machineries of EPS such as a 15 gene-long epsA-O cluster concerning biofilm formation in Bacillus subtilis become activated when intensity of the AIs exceed certain threshold. Bacteria continue to multiply within embedded EPS matrix by using the AIs signals, and conduct to formation of microcolonies and maturation of biofilms ( Lopez et al., 2010; Toyofuku et al., 2016). Following microcolony formation and EPS accumulation, changes in gene expressions are induced, and the products of these genes are utilized for the production of EPS that act as biological "glue" between embedded bacterial cells ( Frederick et al., 2011; Karimi et al., 2015). The formation of matrix is followed by formation of water-filled channels which act like circulatory systems, conveying nutrients to the cells communities and removing unwanted products ( Garnett and Matthews, 2012). Structural analysis of the microcolonies often shows a pyramid/mushroom-shaped multicellular structure ( Garnett and Matthews, 2012). During the process of maturation, motility is restricted within the microcolonies as the production of bacterial surface structures is inhibited, and the gene expression pattern of the sessile cells differs significantly from the planktonic cells. For example, more than 57 biofilm associated proteins, that were not present in the planktonic cells, have been detected in P. aeruginosa microcolony ( Hall-Stoodley and Stoodley, 2002). Moreover, QS enables communication among bacteria of the same or different species through secretion and detection of AIs. Bacteria use these signaling molecules to sense the presence of each other and to regulate gene expression in response to changes of their population density ( Kaplan, 2010; Guttenplan and Kearns, 2013; Wei and Ma, 2013; Berlanga and Guerrero, 2016). Herein, AIs have an important role in maintaining existing biofilms.

Dispersal/Detachment

The biofilm detachment process, also known as dispersal, represents the terminal process of biofilm development. It is regarded as a strategy of bacterial cells to leave biofilms and continue another biofilm life cycle ( Singh et al., 2017). That is, dispersal of surface attached cells from biofilms is a naturally program phenomenon which allows bacterial cells to form new microcolonies on other fresh substrates in response to particular physiological or environmental conditions ( Diaz-Salazar et al., 2017). Dispersal is a complex process regulated by environmental signals, signal transduction pathways, and effectors ( Kaplan, 2010).

Although the dispersal mechanisms vary among bacteria, the whole process can still be divided into three common stages: detachment of cells from the microcolonies, movement of cell to a fresh substrate, and adhesion of the cells to the new substrate ( Kaplan, 2010; Shen et al., 2018). Furthermore, the detachment can be an active action (i.e., seeding) that cells in biofilms initiate the detachment of themselves in response to changes in their environment such as antimicrobial stress, matrix-degrading enzymes and nutrient starvation, or passive behaviors (i.e., sloughing and erosion) mediated by external forces such as shear forces ( Kaplan, 2010; Fleming and Rumbaugh, 2017; Lee and Yoon, 2017). In other words, seeding dispersal is the active detachment mechanism associated with rapid release of microcolonies or planktonic cells from the center of the biofilm, leaving an empty hollow cavity; Sloughing is the sudden detachment of a large portion of a biofilm; Erosion is a release of small portion bacteria from the biofilm. Aggregatibacter actinomycetemcomitans, P. aeruginosa, Serratia marcescens, and S. aureus can exhibit seeding dispersal of biofilms ( Kaplan, 2010; Lee and Yoon, 2017).

Regulating Approaches for Bacterial Biofilms

Unlike the planktonic bacteria, biofilms are not effectively eliminated by ordinary cleaning, washing and disinfection methods ( LeChevallier et al., 1988; Somers and Wong, 2004). The formation of biofilm, however, can also play beneficial roles ( Morikawa, 2006; Singh et al., 2006; Edwards and Kjellerup, 2013; Naidoo and Olaniran, 2013; Singh et al., 2019). Therefore, multiple factors have also been explored to promote formation of beneficial biofilms ( Ansari et al., 2012). Herein, there are different strategies developed to prevent, control or promote bacterial biofilm development, which are closely related to the regulation of bacterial attachment, signal transduction (quorum sensing interference), and bacterial biofilm matrix ( Table 4; Chung and Toh, 2014).

Table 4. The regulating approaches for bacterial biofilms.

Prevention and Control as Well as Promotion of Bacterial Attachment

Inhibition of cell attachment is an ideal approach to prevent biofilm formation at an initial phase. Therefore, remodeling the surface or coating the surface with the substances that do not encourage the bacterial adhesion could probably impede establishment of bacterial biofilm ( Rogers et al., 1994; Chung and Toh, 2014).

Antibiofilm surfaces can mainly be divided into antifouling surfaces and antibacterial ones. The former prevents bacterial attachment onto the surfaces while the latter kills bacteria on the surfaces ( Xu et al., 2005; Li et al., 2018). Coating agents and paints such as silver, titanium oxide, grapheme, arsenic, mercury oxide, copper oxide, and zinc oxide nanoparticles have been developed and used effectively as antifoulants ( Kuang et al., 2018). Recently, poly(ethylene glycol) (PEG) has been the most widely used antifouling coatings in the marine and biomedical industries ( Zhang et al., 2017). Surfaces covered with PEG have been shown to resist the adhesion of bacteria, because of the hydrophilic surface property. PEG coatings are able to repel quite a number of bacterial species like S. aureus, S. epidermidis, P. aeruginosa, and E. coli ( Roosjen et al., 2003; Roosjen et al., 2005). Antibacterial surfaces are designed for indwelling medical devices (e.g., catheters and endotracheal tube), which can be colonized by biofilm forming bacteria, to release antibiotics, bacteriocins, metal ions, plant extracts or nanoparticles against pathogens such as S. aureus, Candida albicans, P. aeruginosa, and E. faecalis ( Dror et al., 2009; Chung and Toh, 2014; Sanchez et al., 2016; Kuang et al., 2018; Vasilev et al., 2018). Inhibition of biofilm formation can be achieved on medical device surfaces through coating with silver ( Bazaka et al., 2012; Francolini et al., 2017). The mechanism of action of silver-based materials is mainly related with the release of silver ion (Ag⁺) from the surface, and the required amount for an optimal effect ranging from 10 μM to 10 μM ( Bazaka et al., 2012; Francolini et al., 2017). Similarly, quaternary ammonium compounds (QACs) are widely used as antibacterial agents for contact killing coatings. Contrary to the antibiotic-release mechanism of silver ions, QACs coatings have a long-lasting contact based antimicrobial mechanism ( Hasan et al., 2013; Achinas et al., 2019). Unfortunately, contact killing surfaces have the drawback that some microorganisms are able to develop resistance against these surfaces ( Hasan et al., 2013). What's more, small molecules like aryl rhodanines can prevent the early phases of biofilms formed by Gram-positive pathogens by inhibiting bacterial adhesion to surfaces ( Cegelski et al., 2009; Chung and Toh, 2014). And small synthetic compounds pillicides and curlicides can interfere with bacterial adhesion by inhibiting production of bacterial pili/fimbriae and curli ( Cegelski et al., 2009). Natural products honey and tea can also inhibit bacterial attachment ( Kuang et al., 2018; Sharahi et al., 2019).

On the other hand, attachment of beneficial bacteria can be promoted by surface modification of materials, which includes both physical and chemical based modification, or electrochemical oxidation treatment ( Berlowska et al., 2013; Flexer et al., 2013; Kang et al., 2014).

The surface characteristics can be designed and altered to enhance bacterial attachment and formation of beneficial biofilms for BESs and yeast fermentation industry ( Upadhyayula and Gadhamshetty, 2010; Berlowska et al., 2013). The use of nitrogen or oxygen plasma on carbon based materials such as graphite electrodes has been shown to increase surface energy and hydrophilicity which in turn promotes bacterial attachment, biofilm formation and electricity generation in BESs ( Flexer et al., 2013). Also, the use of nitrogen plasma on carbon anode can alter surface roughness and hydrophobicity to promote biofilm formation and electricity production in MFCs ( He et al., 2012). In addition, carbon felt electrodes treated with UV/O3 can enhance Shewanella oneidensis MR-1 attachment and biofilm formation, leading to increased electron transfer rate and greater current density production in MFCs ( Cornejo et al., 2015).

The conversion of ammonium to nitrate (nitrification) is an essential process in wastewater treatment ( Lackner et al., 2009). However, the organisms responsible for nitrification have very low growth rates and do not form strong biofilms ( Lackner et al., 2009). Hence, efforts need to be made to maintain these nitrifiers in reactor systems ( Busscher et al., 1995). It has been proposed that the bond between the attaching bacteria and the materials surface is determinant on biofilm strength and shear resistance ( Busscher et al., 1995). Various approaches have been used to promote attachment of nitrifying bacteria onto a membrane surface ( Hibiya et al., 2000; Terada et al., 2004; Lackner et al., 2009). Hibiya et al. (2000) observed that the PE membrane whose surface is modified with positively charged graft polymer chains (diethylamino) exhibited a high adhesiveness for nitrifying bacteria than original unmodified membrane, and nitrifying biofilms develop rapidly. Lackner et al. (2009) modified PE and polypropylene (PP) membranes to improve the attachment and shear resistance of nitrifying biofilms. They used a combination of plasma polymerization and wet chemistry to introduce chains of PEG containing two different functional groups (-PEG-NH ₂ and -PEG-CH ₃) to the membrane surfaces. They demonstrated that the methoxy-PEG-amine (-PEG-NH ₂) modification on a rough PP surface and the smooth PE surface had a clear enhancement in biofilm formation. The amino group of methoxy-PEG-amine acts as an attractive force for nitrifiers like Nitrosomonas europea and Nitrobacter winogradskyi, which enhanced formation of biofilm.

Control or Promotion of Bacterial Signal Transduction (Quorum Sensing Interference)

Bacterial QS depends upon a series of events such as production of signal, signal dissemination, signal receptors, signal detection, gene expression, and signaling response. Therefore, quorum quenchers (QQs), or quorum sensing inhibitors (QSIs) that interfere with these processes might potentially inhibit bacterial QS and ultimately biofilm formation ( Li and Tian, 2012; Remy et al., 2018). The quorum-quenching approach employing quorum quenching enzymes to inactivate quorum sensing signals is important in healthcare settings and medicine as well as industrial membrane bioreactors, crop production and aquaculture ( Fong et al., 2018). Quorum quenching enzymes, lactonase, acylase, oxidoreductase, and paraoxonase, have been discovered in various species of bacteria ( Chen et al., 2013). The well-known mechanism of action of QQs is the inactivation of acyl homoserine lactone molecules ( Sadekuzzaman et al., 2015). Another mechanism is the inhibition of the synthesis of signal molecules (e.g., AHLs) by QSIs such as N-octanoyl-L-HSL (C8-HSL) that prevents the enzymatic activity of Lux operon proteins ( Hirakawa and Tomita, 2013). The natural QSIs known to prevent bacterial biofilm mainly include furanone ( Ponnusamy et al., 2010), ajoene ( Jakobsen et al., 2012), naringin ( Truchado et al., 2012), musaceae ( Musthafa et al., 2010), and curcumin ( Packiavathy et al., 2014). Moreover, a natural ingredient honey at elevated amount can interfere with genes involved in bacterial communications such as AI-2 and LsrA, thereby limiting biofilm development ( Sharahi et al., 2019). Furthermore, the presence of a secondary messenger c-di-GMP in elevated amount promotes biofilm formation in bacteria. Therefore, inhibiting the c-di-GMP pathway may be effective method to prevent biofilm formation ( Sharahi et al., 2019).

On the other hand, genetic engineering of AIs can encourage beneficial biofilm formation, which plays critical roles in power generation, wastewater treatment and bioremediation ( Mangwani et al., 2016; Chen et al., 2017). For example, a decrease in start-up time from 10 days to 4 days in dual chamber MFC was achieved by adding a kind of AIs (10 μM AHLs; Chen et al., 2017). An AI (100 μM quinolone) enhances biofilm mass of extremophile Halanaerobium praevalence on the anode of MFC, leading to effective treatment of high salinity wastewater and improved power generation ( Chen et al., 2017). Furthermore, QS bacteria can degrade a broad range of pollutants ( Mangwani et al., 2015). The marine P. aeruginosa N6P6 biofilm formation and EPS production can be improved by increasing the expression of QS genes lasI and rhlI, which contributes to increase rate of polycyclic aromatic hydrocarbon degradation ( Mangwani et al., 2016).

Disruption of Bacterial Biofilm Matrix

To disperse bacterial biofilms, it's essential to destroy the structural components of EPS ( Flemming and Wingender, 2010; Wei and Ma, 2013). Thus, degradation of the EPS matrix can be effective method to interfere with bacterial biofilm formation.

EPS matrix-degrading enzymes, including deoxyribonuclease I (DNase I), restriction endonucleases, glycoside hydrolases, proteases, and dispersin B, can inhibit bacterial biofilm formation and facilitate dispersion of established biofilm colonies ( Kaplan, 2014). As soon as the biofilm matrix is enzymatically degraded, the bacterial cells are then released as planktonic cells which are easily eliminated by various antibacterial agents, disinfectants, phages, or immune systems ( Kaplan, 2014; Parrino et al., 2019).

Phages can cross the EPS matrix by either diffusion or with the assist of phage-derived enzymes ( Sao-Jose, 2018; Simmons et al., 2018). A genetically engineered lytic phage having a biofilm degrading enzyme showed more efficient eradication of biofilm than non-enzymatic phage ( Lu and Collins, 2007). Combined with antibiotic rifampicin, the phage SAP-26 was able to cross the biofilm matrix leading to disruption of biofilm architectures ( Hughes et al., 1998; Rahman et al., 2011). Cis-2 decenoic acid (C2DA) is a medium-chain fatty acid chemical messenger produced by Paeruginosa to initiate the dispersion of established bacterial biofilms C2DA not only effectively induced biofilm dispersal but may also inhibits initiation of biofilm formation ( Jennings et al., 2012; Chung and Toh, 2014).

Therefore, EPS matrix can be destructed with enzymes and phages. As the research progresses, more EPS degradation methods will be found.

Conclusion

Bacterial biofilm formation occurs in sequential and well-regulated events and is the predominant bacterial lifestyle in most natural and man-made environments. The ability of bacteria to colonize surfaces and to establish biofilms are considered serious issues and has been associated with detrimental consequences in many branches related to food, water, pharmacy and healthcare. In an effort to get rid of harmful biofilms, various techniques and approaches have been developed which were mostly concerned with interference against bacterial attachment and QS as well as biofilm matrix destruction. However, bacterial biofilms affect the environments beyond risk. There are numerous beneficial applications of bacterial biofilms. Biofilm-associated bacteria play essential roles in the transformation of hazardous pollutants to harmless substances, the protection of plants against phytopathogens, the plant growth promotion, as well as the removal of excess nutrients from wastewater. Moreover, beneficial biofilms formation can be encouraged in many industrial and environmental areas through surface modification and QS signals.

Future Perspectives

Researches on the harmful effects of biofilms on healthcare, agriculture, food industry, drinking water, and oceans will continue to dominate the research field in the near future. However, with the deepening of people's understanding of the dual-sidedness of the role of biofilms more than risks, the researches focusing on plant protection, bioremediation, wastewater treatment, and corrosion control of biofilms will be increasing. In addition, with the application of next-generation technologies such as various omics to biofilm researches, new bacterial biofilm regulation mechanisms are expected to be discovered. Therefore, researches of biofilms may be carried out in the following aspects in the future:

(1) Control of bacterial biofilms that are harmful to human society;

(2) Utilization of beneficial bacteria with high-production biofilms;

(3) In-depth investigation of regulatory mechanisms for the formation and dispersion of bacterial biofilms, especially researches related to beneficial biofilms;

(4) Elucidation of interaction mechanisms of bacterial biofilms with inanimate or living body interfaces;

(5) Development of new commercial products based on bacterial biofilms;

(6) Exploration of application schemes for bacterial biofilm products.

It is believed that through the unremitting efforts of researchers, biofilms will play more and more important roles in both basic researches and practical applications in recent years.

Author Contributions

The idea of this manuscript was conceived by TH. MM wrote the manuscript. AI, XF, YG, YY, and XJ helped to analyze the literatures. TH, XG, and JQ reviewed the manuscript.

Funding

This project was supported by the National Key R&D Program of China (Nos. 2017YFD0200400, 2017YFE0121700, and 2017YFE0122000), the National Natural Science Foundation of China (No. 31672084), and the State Key Laboratory of Ecological Pest Control for Fujian and Taiwan Crops (No. SKL2018010).

Conflict of Interest

The authors declare that the research was conducted in the absence of any commercial or financial relationships that could be construed as a potential conflict of interest.

Acknowledgments

We thank the teachers and the students of the Biopesticide Research Center for their help. Thanks were also extended to the referees for their conductive comments. The content is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the Ministry of Science and Technology, China, the National Natural Science Foundation of China, and the State Key Laboratory of Ecological Pest Control for Fujian and Taiwan Crops, China.

References

Bais, H. P., Fall, R., and Vivanco, J. M. (2004). Biocontrol of Bacillus subtilis against infection of Arabidopsis roots by Pseudomonas syringae is facilitated by biofilm formation and surfactin production. Plant Physiol. 134, 307-319.

PubMed Abstract | Google Scholar

# data[].attributes.attachment_link.title
Beyond Risk: Bacterial Biofilms and Their Regulating Approaches

# data[].attributes.attachment_link.description
Bacterial biofilms are complex surface attached communities of bacteria held together by self-produced polymer matrixs mainly composed of polysaccharides, secreted proteins, and extracellular DNAs.

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
Excepto si se señala otra cosa, la licencia del ítem se describe como: Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 Internacional

# data[].attributes.attachment_link.title
idUS - Formación de biofilms por bacterias

# data[].attributes.attachment_link.description
Comunidades y colecciones Fecha de publicación Autores Títulos Materias Agencias financiadoras Tesis premiadas Perfiles de autor US Esta colección Fecha de publicación Autores Títulos Materias Agencias financiadoras

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
Resumen

El biofilm es un agregado de bacterias que se encuentran sumergidas en una matriz polimérica de polisacáridos, proteínas, lípidos y ADN extracelular que las protege de la respuesta inmune del huésped y los antibióticos. El biofilm ha tomado relevancia en el ámbito hospitalario y la industria de alimentos, y en los últimos años también se ha asociado al desarrollo de neoplasias del tracto gastrointestinal. Por lo que el estudio de las proteínas implicadas en la formación del biofilm resulta importante para el desarrollo de estrategias para la prevención, diagnóstico y tratamiento de infecciones bacterianas. En este trabajo hicimos un análisis in silico de las proteínas del biofilm de bacterias enteropatogénicas asociadas al cáncer gastrointestinal como F. nucleatum, B. fragilis, E. coli y Salmonella enterica, con la finalidad de buscar regiones conservadas entre este tipo de proteínas que en algún momento permitan predecir la interacción que podría existir entre ellas. Para el análisis bioinformático se realizó el alineamiento de las secuencias de aminoácidos y el modelamiento de la estructura terciaria de las proteínas. Nuestros resultados muestran regiones conservadas entre las proteínas del biofilm de las bacterias enteropatogénicas estudiadas, así mismo, se realizó una propuesta de la posible interacción entre las proteínas EnvC, BT3147 y pefC de Fusobacterium nucleatum, Bacteroides fragilis y Salmonella enterica respectivamente. Este tipo de estudios podría resultar en el desarrollo de métodos para la detección, inhibición y eliminación del biofilm.

# data[].attributes.attachment_link.title
Análisis in silico de proteínas involucradas en la formación del biofilm en bacterias enteropatogénicas

# data[].attributes.attachment_link.description
El biofilm es un agregado de bacterias que se encuentran sumergidas en una matriz polimérica de polisacáridos, proteínas, lípidos y ADN extracelular que las protege de la respuesta inmune del huésped y los antibióticos. El biofilm ha tomado relevancia en el ámbito hospitalario y la industria de alimentos, y en los últimos años también se ha asociado al desarrollo de neoplasias del tracto gastrointestinal.

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
Rev. Otorrinolaringol. Cir. Cabeza Cuello 2007; 67: 61-72

REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

Biofilms bacterianos

Bacterial biofilms

Julio Nazar C.

INTRODUCCIÓN

Las bacterias existen en la Naturaleza bajo dos formas o estados: a) bacterias planctónicas, de libre flotación, y b) bacterias biofilm, en colonias de microorganismos sésiles. Desde los tiempos de Koch, bacteriólogos y clínicos se han abocado al estudio de los gérmenes planctónicos, libremente suspendidos, y descritos en base a sus características de desarrollo en medios de cultivos adecuados.

Esto se ha debido, entre otras razones, al hecho que la investigación de los biofilms bacterianos es singularmente más difícil que aquélla respecto a las bacterias planctónicas. Desafortunadamente, este enfoque centrado en el desarrollo de estas últimas en cultivos de laboratorio, una condición que tiene escasa relación con los ambientes microbianos verdaderos, ha limitado la comprensión respecto a las interacciones entre bacterias y huéspedes1,2.

Tan sólo una muy pequeña fracción de las bacterias se halla en forma planctónica o de libre flotación, y las bacterias biofilm son diferentes a las planctónicas. Se postula que el 99% de todas las células bacterianas existen en calidad de biofilms, y tan sólo 1% vive en estado planctónico³⁻⁵.

La adhesión bacteriana a superficies ha sido reconocida por varias décadas. Ya por los años 70, los microbiólogos plantearon que, probablemente, la mayor parte de las bacterias en la Naturaleza existía en estado de biofilm. Sin embargo, la terapia de la mayoría de las infecciones humanas continúa aún basada en el estudio de las minoritarias bacterias planctónicas libre flotantes. Los biofilms se crean cuando las bacterias libre flotantes perciben una superficie, se adhieren a ella y, a continuación, elaboran señales químicas para coordinar diferenciación y formación de estructura, incluyendo el desarrollo de una cubierta polisa-cárida protectora⁶.

Los gérmenes pueden crear condiciones para formar biofilms casi en cualquier ambiente líquido. La interfase sólido-líquida entre una superficie y un medio acuoso (vgr: agua, sangre) proporciona un entorno ideal para la fijación y crecimiento de microorganismos⁷. Por consiguiente, los biofilms son ubicuos en la Naturaleza y se encuentran prácticamente en todo cuerpo natural de agua en el mundo⁸.

Es así como cotidianamente debemos convivir con ellos: el limo o película que recubre un jarrón en el que se ha tenido flores, el material resbaladizo que tapiza las piedras de los lechos de los ríos, los cascos de los barcos o la superficie interna de una tubería. Otro ejemplo cotidiano de biofilm lo constituye la placa dental. Diariamente debemos combatir la película de bacterias que cubre la superficie dental para evitar el desarrollo excesivo de microorganismos que puede provocar un deterioro del esmalte2,9.

Los biofilms bacterianos representan una antigua estrategia de supervivencia procariótica. Esto debido a que las bacterias logran ventajas significativas al proporcionarles los biofilms protección frente a fluctuaciones medioambientales de humedad, temperatura y pH, al igual que concentrando nutrientes y facilitando la eliminación de desechos.

Registros efectuados en fósiles revelan que procariotes han estado viviendo en biofilms por más de tres billones de años¹⁰.

La capacidad de formar biofilm no parece restringirse a ningún grupo específico de microorganismos y, en la actualidad, se considera que bajo condiciones ambientales adecuadas la inmensa mayoría de las bacterias, independiente de la especie, puede existir dentro de biofilms adheridos a superficies en una interfase sólido/ líquida, incluyendo organismos importantes en enfermedades otorrinolaringológicas, tales como P aeruginosa, H influenzae, S pneumoniae, Klebsiella y S aureus 2,8,11. Esta adhesión a una superficie húmeda, ya sea inerte o viviente, es de carácter irreversible, esto es, el biofilm no logra ser removido mediante lavado suave1,3-5,9,10,12,13.

DEFINICIÓN E HISTORIA

En 2002, Donlan efectuó una descripción ampliamente aceptada de un biofilm, estableciendo que es "una comunidad microbiana sésil, caracterizada por células que están adheridas irreversiblemente a un substrato o interfase, o unas con otras, encerradas en una matriz de sustancias poliméricas extracelulares que ellas han producido, y exhiben un fenotipo alterado en relación con la tasa de crecimiento y trascripción génica"¹.

Van Leeuwenhoek, utilizando sus simples microscopios de luz, fue el primero en describir, en el siglo XVII, la presencia de microorganismos adheridos a superficies dentales, a raíz de lo cual se le reconoce como el descubridor de los biofilms bacterianos¹. Esta línea de investigación resurgió recién en los 70, cuando Characklis¹⁴ procedió a estudiar légamos microbianos en sistemas de aguas industriales logrando demostrar su tenacidad y resistencia a diferentes desinfectantes, entre ellos, el cloro. Posteriormente, Costerton y cois15 describieron la presencia de comunidades bacterianas embebidas en matriz glucoproteica unidas a superficies en contacto con el agua, postulando que los biofilms podrían ser la explicación para los mecanismos por los cuales los gérmenes se adhieren a superficies vivientes e inertes.

Sin embargo, se debió esperar el advenimiento del microscopio electrónico para lograr un examen detallado de los biofilms. Éste permitió la fotomi-croscopía de alta resolución a aumentos significativamente mayores respecto al microscopio de luz. En las últimas dos décadas gran parte del trabajo realizado para la descripción de biofilms se ha basado en la microscopía electrónica de barrido. Mediante ésta se procedió a examinar biofilms en filtros en plantas de tratamiento de aguas servidas, encontrándose que estaban compuestos por una multiplicidad de gérmenes¹⁶. Usando tinción específica, se logró demostrar que el material de la matriz que engloba a las bacterias en estos biofilms era polisacárido¹.

Recientemente, dos grandes avances han incrementado substancialmente la comprensión de los biofilms: (a) la utilización del microscopio láser confocal, que ha permitido caracterizar la ultraes-tructura del biofilm, y (b) la investigación de los genes involucrados en la adhesión celular y la formación de biofilm¹.

COMPOSICIÓN Y ARQUITECTURA

Toda comunidad microbiana desarrollada en biofilm es única en su género, aunque algunos atributos estructurales pueden, generalmente, ser considerados universales. El término biofilm es, en cierto modo, un nombre inapropiado, puesto que los biofilms no constituyen un depósito superficial de una monocapa continua¹.

Los biofilms están estructurados principalmente por grandes colonias de bacterias sésiles incrustadas en una matriz polimérica extracelular o glicocálix. Las células bacterianas, que componen el 15%-20% del volumen, no se dividen al interior de los biofilms, lo cual podría atribuirse al hecho de adoptar un fenotipo alterado, diferente al de las mismas bacterias en estado de libre flotación⁸.

La matriz es muy hidratada debido a que incorpora grandes cantidades de agua dentro de su estructura, llegando este elemento a representar hasta el 97% de ésta¹. Además de agua y gérmenes, la matriz está formada por exopolisacáridos (EPS), los que constituyen su componente fundamental, producidos por los propios microorganismos integrantes. En menor cantidad se encuentran otras macromoléculas como proteínas, ácidos nucleicos, y diversos productos que proceden de la lisis bacteriana. El conjunto de polisacáridos, ácidos nucleicos y proteínas se conocen bajo el nombre de substancias poliméricas extracelulares (SPE). En la matriz también puede hallarse materiales no bacterianos, tales como cristales de sales minerales, partículas de corrosión y/o de sedimento, o componentes sanguíneos, según sea el medioambiente en el cual se desarrolla el biofilm. Además, los EPS pueden estar asociados con iones metálicos y cationes bivalentes. Pueden tener carga neutra o carga polianiónica, según el tipo de exopolisacárido, lo que les permitiría interactuar con distintos antimicrobianos, de forma tal que estos pueden quedar atrapados en la matriz sin capacidad para actuar sobre las bacterias¹⁰.

La producción de EPS es influida por la calidad nutricional del medioambiente. Se ha observado que un incremento en la concentración de nutrientes está correlacionado con un aumento en el número de células bacterianas adheridas. Además, una disponibilidad excesiva de carbono y/o limitación de nitrógeno, potasio o fosfato promueve la síntesis de EPS1,2,9,17.

La arquitectura de la matriz no es sólida. Las bacterias biofilm viven en torreones celulares que se extienden en forma tridimensional desde la superficie a la cual están adheridas. Estos torreones están compuestos por microcolonias de diferentes células bacterianas, tanto aeróbicas como anaeróbicas, englobadas por exopolisacáridos, y separadas unas de otras por espacios intersticiales huecos, llamados canales de agua, que permiten el flujo de líquido y actúan como un sistema circulatorio primitivo para el transporte y difusión de nutrientes y oxígeno a las bacterias ubicadas en su interior, incluso aquéllas situadas en las zonas más profundas del biofilm. Asimismo, constituyen un mecanismo para la remoción de productos de desecho metabólico1,18.

La existencia de estos canales de agua no impide, sin embargo, que dentro del biofilm se encuentren ambientes en los que la concentración de nutrientes, pH u oxígeno es diferente. Se genera, de esta manera, una gradiente de tensión de pH y de oxígeno, siendo metabólicamente más activas las áreas superficiales respecto a las más profundas. En estas últimas, las bacterias deben adaptarse a una disponibilidad reducida de oxígeno7,9,18. La formación y estructura de un biofilm depende de las características del substrato al cual se une y a otros aspectos del medio ambiente. Así, los biofilms en una superficie mucosa son fisiológicamente diferentes de aquellos formados en superficies inertes. Se ha acuñado el término "biofilm de mucosa" para describir aquellos que son característicos en mucosas. Estos, aunque estrechamente relacionados con los encontrados en superficies inertes, no son idénticos en cuanto a su expresión génica ni en la naturaleza de sus microambientes. Los biofilms de mucosas son modulados por la respuesta inflamatoria del huésped y, además, por proteínas y células del huésped que contribuyen a su composición¹⁰.

ETAPAS EN EL CICLO VITAL

La biología de los biofilms se centra en su ciclo vital e interacciones con el medio ambiente. El ciclo vital es un proceso dinámico que puede ser dividido en 3 partes: adhesión, crecimiento y separación o desprendimiento.

Durante la primera fase, el substrato tiene que ser adecuado para la adsorción reversible y, finalmente, la adhesión irreversible de la bacteria a la superficie. Las bacterias, una vez percibida una superficie, proceden a formar una unión activa vía apéndices, como fimbrias, flagelos o pili. Mediante microscopía electrónica se ha descrito que las bacterias adheridas se encuentran conectadas a la superficie por medio de finas fibrillas poliméricas extracelulares. Las fimbrias, probablemente luego de superar la barrera de repulsión electroestática inicial que existe entre el germen y el sustrato, contribuyen a la adhesión bacteriana1,4.

La motilidad, otorgada por flagelos, ayudaría a la bacteria a alcanzar la superficie en las etapas iniciales de la adhesión, siendo su función principal vencer las fuerzas de repulsión más que actuar como adherente. Sin embargo, la motilidad no pareciera ser un requisito esencial, puesto que bacterias Gram positivas inmóviles, como estafilococos, estreptococos y micobacterias, también poseen la capacidad de formar biofilm. En el caso de las bacterias Gram positivas se ha descrito, en esta primera etapa, la participación de proteínas de superficie6,9.

La adhesión de bacterias a una superficie ocurrirá más fácilmente en aquéllas más ásperas, más hidrofóbicas, y recubiertas por "films condicionantes". Se ha descrito que la colonización microbiana parece incrementar a medida que aumenta la aspereza de la superficie. Esto sería debido a que están reducidas las fuerzas de deslizamiento, y el área de superficie se torna mayor². Los films condicionantes, compuestos habitual-mente por polímeros, cubren inevitable y rápidamente la superficie de cualquier material que se encuentre en contacto con un líquido, y constituyen requisito indispensable para una ulterior adhesión microbiana. Un buen ejemplo en el hombre puede ser el film conocido como "película adquirida", que se desarrolla en superficies del esmalte dental. Este film consta de albúminas, lisozimas, glicoproteínas, fosfoproteínas, y lípidos. Las bacterias de la cavidad oral colonizan, al cabo de algunas horas, aquellas superficies condicionadas por esta película².

Las propiedades físico-químicas de la superficie también pueden ejercer una fuerte influencia en el grado y extensión de la adhesión. Se ha encontrado que los gérmenes se adhieren más rápidamente a superficies hidrofóbicas, no polarizadas, como lo es el teflón y otros plásticos, en comparación con materiales hidrofílicos, como vidrio o metales. Aparentemente se produciría algún tipo de interacción hidrofóbica entre la superficie celular y la del sustrato que permitirían a la bacteria superar las activas fuerzas de rechazo a cierta distancia de la superficie del sustrato, y lograr adherirse irreversiblemente¹.

En la adhesión bacteriana pueden también influir variaciones en la velocidad de flujo, temperatura del agua, y concentración de nutrientes. Se ha encontrado que un incremento en la concentración de diversos cationes (sodio, calcio, hierro) afecta la adhesión de Pseudomonas spp a superficies de vidrio¹⁹.

Durante la segunda fase o de crecimiento, la bacteria, una vez adherida, comienza a dividirse y las células hijas se extienden alrededor del sitio de unión, formando una microcolonia, similar al proceso de formación de colonias en placas de agar. A medida que las células se dividen y colonizan la superficie, las bacterias comienzan a elaborar un exopolisacárido que constituye la matriz del biofilm, y éste comienza a desplegarse en una formación tridimensional, generando estructuras similares a setas5,9.

La composición del exopolisacárido es diferente para cada bacteria: alginato, en P aeruginosa; celulosa, en S typhimurium; exopolisacárido rico en glucosa y galactosa en V. cholerae; poli-N-acetil-glucosamina, en S aureus, etc. Además, estudios recientes señalan que, incluso una misma bacteria, dependiendo de las condiciones ambientales en las que se encuentre, puede producir diferentes exopolisacáridos⁹.

Finalmente, en la tercera etapa, luego que el biofilm ha alcanzado la madurez, algunas células, ya sea aisladamente o en conglomerados bacterianos, se liberan de la matriz para poder colonizar nuevas superficies, cerrando el proceso de formación y desarrollo del biofilm. El desprendimiento puede ser resultado de fuerzas externas al biofilm o de procesos activos inducidos por éste¹⁰.

Los tres principales mecanismos para generar el desprendimiento serían: (a), erosión o deslizamiento: remoción continua de pequeñas partes del biofilm; (b) separación: remoción rápida y masiva; y (c) abrasión: liberación por colisión de partículas del líquido circundante con el biofilm. La separación es menos frecuente que la erosión, y se piensa derivaría de depleción de nutrientes u oxígeno al interior del biofilm. Se observa preferentemente en biofilms más voluminosos, que se han desarrollado en medioambientes otrora ricos en nutrientes. La separación proporcionaría un mecanismo para que las bacterias migren desde zonas densamente colonizadas a áreas que podrían favorecer mejor su desarrollo, logrando así formar nuevos biofilms en sitios distantes. Un ejemplo es la sepsis recurrente en un paciente con un catéter infectado1,6.

La forma en que se produce la dispersión afectaría, aparentemente, las características fenotípicas de los gérmenes. Los conglomerados desprendidos desde el biofilm conservarían, probablemente, ciertas características de éste, tales como la resistencia antimicrobiana. En cambio, las células bacterianas liberadas aisladamente podrían rápidamente volver a su fenotipo planctónico, tornándose nuevamente susceptibles a las defensas del huésped y a los antimicrobianos¹.

QUORUM SENSING

Un avance importante en la comprensión de los biofilms ocurrió a comienzos de los '90 con el descubrimiento de proteínas responsables del mecanismo de quorum sensing o de auto-inducción. En los años siguientes se produjo una profusa publicación de nuevos conocimientos acerca de la genética de señalización célula-a-célula y translocación coordinada de genes responsables de factores de defensa y virulencia6,9.

La unión de los microorganismos a una superficie y ulterior formación de un biofilm necesita que las bacterias se cercioren que han efectuado contacto. Para lograrlo requieren de señales químicas coordinadas que les permitan comunicarse entre ellas. El desarrollo de interacciones célula-a-célula se facilita por la estrecha proximidad existente entre las bacterias biofilm. Esta interrelación, vía mensajeros de pequeñas moléculas, denominada quorum sensing, beneficia a la bacteria al permitirle sentir la presencia de microorganismos vecinos, determinar la densidad de la población existente y responder a eventuales condiciones cambiantes. El proceso quorum-sensing funciona debido a que cada bacteria que se une a una superficie produce una molécula señal "yo estoy aquí", de manera tal que mientras más bacterias se unen, se incrementa la concentración local de esta señal. Una vez logrado esto, se inducen diferentes fenómenos en la bacteria, para finalmente gatillarse la diferenciación biofilm. Su objetivo es coordinar determinados comportamientos o acciones entre microorganismos del mismo género, de acuerdo a su número. A menos que esté presente un número adecuado de células bacterianas en la vecindad, los costos de la producción de un biofilm para una bacteria individual superan los beneficios1,3-5,10,20-22.

Los gérmenes que utilizan quorum sensing elaboran y secretan moléculas señalizadoras, llamados auto-inductores. Las principales moléculas empleadas para comunicarse con las demás bacterias son las acil-homoserina-lactonas, que predominan en bacterias Gram negativas, mientras que oligopéptidos modificados prevalecen en gérmenes Gram positivos. Las bacterias también poseen un receptor que puede detectar específicamente el auto-inductor respectivo. Cuando éste se une al receptor, activa la trascripción de determinados genes, incluyendo aquellos para la síntesis del inductor2,23.

Los primeros microorganismos en quienes se observó quorum sensing fueron especies de Myxobacterias y Streptomyces. Sin embargo, el ejemplo más conocido es la regulación de la producción de luz en el Vibrio fischeri, una bacteria bioluminiscente que vive como un simbionte en el órgano generador de luz del calamar hawaiano. Cuando el V fischeri se encuentra en estado planctónico, el auto-inductor está en baja concentración y, de este modo, carece de luminiscencia. En cambio, en el órgano luminoso del calamar están muy concentrados (sobre 10¹¹ células/ml), induciéndose la trascripción enzimática y generándose bioluminiscencia.

El estudio de esta relación simbiótica comenzó a revelar algunos de los misterios de señales célula-a-célula. En el Vfischerise identificaron dos sistemas quorum-sensing: luxly luxR. Estos sistemas de señalización se han encontrado en casi todas las bacterias Gram negativas, y moléculas mensajeras célula-a-célula han sido detectados en más de 30 especies de bacterias Gram positivas. Los sistemas lux se han estudiado extensamente en Pseudomonas spp y Escherichia coli, y se les considera necesarios para la maduración del biofilm y activación de numerosos genes de factores de virulencia1,12.

Davies²¹ demostró que en la formación de biofilm en P aeruginosa están implicados dos sistemas diferentes de señalización célula-a-célula: lasR-lasI y rhlR-rhll. Una vez conseguida una densidad suficiente de población, estas señales alcanzan las concentraciones requeridas para activar los genes implicados en la diferenciación del biofilm. Mutantes incapaces de elaborar ambas señales producen biofilms notoriamente más delgados y sin su arquitectura típica. Además, pueden ser removidos mucho más fácilmente de superficies mediante uso de surfactantes. La adición de lactona homoserina al medio que contiene los biofilms mutantes da origen a biofilms similares a los de bacterias no mutantes¹.

INTERCAMBIO GÉNICO

En los últimos años diversos grupos de investigadores han orientado sus esfuerzos intentando identificar tanto los genes responsables de la transición biofilm/planctónica, al igual que aquellos que están expresados únicamente en biofilms y que son indispensables para mantener su particular estructura. Las bacterias biofilms poseen una expresión génica diferente respecto a sus contrapartes planctónicas, originando bacterias fenotípicamente distintas respecto a aquéllas. Se ha encontrado que hasta el 30% de los genes puede expresarse de manera diferente entre la misma bacteria desarrollada en condiciones planctónicas o en un biofilm3-5,8,9.

Los biofilms hospedan un medioambiente muy dinámico, donde se intercambia material genético tal como plásmidos (ácido desoxirribonucleico extra-cromosómico), enzimas y otras moléculas³⁻⁵. Estudios recientes postulan que la matriz de biofilms de P aeruginosa contienen ácido desoxirribonucleico como constituyente principal. Estos estudios, combinados con otros que muestran una tasa de transferencia génica, mediada por plásmidos, enormemente incrementada entre bacterias biofilms, sugieren que la redistribución de genes entre éstas es un procesocontinuo con importantes consecuencias en su adaptación evolutiva¹⁰.

Se ha planteado que cepas bacterianas de importancia clínica unidas a plásmidos desarrollan biofilms más fácilmente. Se ha observado, además, que cepas portadoras de plásmidos transfieren éstos a organismos receptores, generando la formación de biofilm. Sin plásmidos asociados, estos mismos gérmenes producen únicamente microcolonias de escaso desarrollo. Debido a que los plásmidos pueden codificar resistencia a múltiples antimicrobianos, la asociación biofilm proporciona también un mecanismo para selección e incremento de la resistencia bacteriana a los antibióticos1,3-5.

RESISTENCIA BACTERIANA

Las bacterias biofilm presentan una organización estructural que las hace resistentes a los mecanismos de defensa del huésped. Los biofilms, revestidos con SPE y conteniendo múltiples microcolonias bacterianas en su interior, se convierten en estructuras demasiado grandes como para ser fagocitadas, reduciendo la accesibilidad del sistema inmune a las bacterias. Por añadidura, el biofilm provee de una barrera física que aumenta la resistencia de patógenos a las defensas del huésped, como opsonización, lisis por complemento, y fagocitosis¹⁰.

En rigor, los biofilms provocan respuestas inmunes celular y humoral, demostradas por la identificación de citoquinas liberadas por leucocitos expuestos a biofilm. Sin embargo, debido a su aislamiento del entorno por la matriz y su reducido estado metabólico, esta respuesta sistémica es muy pequeña¹.

Otra ventaja, extremadamente importante desde el punto de vista clínico, es que las bacterias biofilms son muy resistentes a los antibióticos, siendo capaces de sobrevivir frente a concentraciones antibióticas miles de veces mayor respecto a las bacterias planctónicas. Por ejemplo, una cepa de Klebsiella pneumoniae en estado planctónico tiene una concentración inhibitoria mínima de 2 µg/ml a la ampicilina. Esta misma cepa, al crecer como biofilm, exhibe 66% de sobrevida luego de terapia con 5.000 ng/ml de ampicilina7,8,11,24.

Para intentar explicar esta resistencia se han planteado diversas hipótesis:

(a) | Penetración lenta o incompleta del antibiótico en el biofilm: Se debería a que la matriz de exopolisacáridos constituye una barrera impidiendo este ingreso. Si bien estudios in vitro muestran que algunos antibióticos logran ingresar con cierta facilidad, debido a que no existiría una barrera genérica a su difusión a través de la matriz, se postula que si el antibiótico logra ser desactivado en ésta por acción de polímeros extracelulares, puede tener tan sólo una difusión limitada dentro del biofilm10,24.
(b) | Causas metabólicas: Una baja actividad meta-bólica de las bacterias biofilm por limitación de oxígeno y nutrientes puede causar que ingresen en un estado de lentificación o cese de su mitosis, especialmente aquéllas situadas más profundamente, con lo cual dejan de ser susceptibles a los antimicrobianos. Además, se ha descrito la formación de nichos anaeróbicos en zonas profundas de biofilms debido a consumo completo del oxígeno en las capas superficiales. Algunos antibióticos, vgr: aminoglicósidos, son comprobadamente menos eficaces contra la misma bacteria en condiciones anaeróbicas que aeróbicas. Finalmente, una eventual acumulación de productos ácidos en el biofilm puede conducir a diferencias significativas de pH entre el exterior y el interior de éste, interfiriendo con la acción del antibiótico10,24.
(c) | Cambios genéticos: Se producirían modificaciones en la fisiología de las bacterias biofilm y aparición de genes específicos, producto de cambios genéticos, que potenciarían mecanismos de resistencia a múltiples antibióticos. Según diversos investigadores, esta resistencia se debería principalmente a modificaciones fenotipos en las bacterias biofilm, las que serían de tipo protectoras, especialmente al generar cese de la mitosis2,3,6,8-10. No obstante existir un respaldo mayoritario a esta hipótesis, Stewart y Costerton²⁴ expresan sus dudas al respecto, señalando que cuando las bacterias son dispersadas desde un biofilm, con frecuencia se tornan rápidamente susceptibles a antibióticos, lo que sugeriría que tal resistencia no sería adquirida vía mutaciones o elementos genéticamente movibles,
(d) | Formación de esporas: Esta hipótesis plantea la posibilidad de génesis de una subpoblación de bacterias biofilm con un estado fenotípico muy especial y altamente protegido, con una diferenciación símil esporas. Este planteamiento es apoyado por investigaciones que muestran resistencia en biofilms recientemente formados, aun cuando estos son demasiado delgados para constituir una barrera a la penetración de agentes antimicrobianos²⁴.

Es preciso tener presente que los antibióticos utilizados rutinariamente en clínica han sido seleccionados por su actividad frente a bacterias planctónicas. Lo anterior debido a que los estudios de sensibilidad o antibiogramas que se realizan habitualmente están diseñados para medir la susceptibilidad de la bacteria crecida de forma planctónica, sin tener en cuenta que los resultados obtenidos pueden no extrapolarse a esa misma bacteria cuando lo hace en el interior de un biofilm. Las mismas propiedades que hacen a las bacterias biofilms resistentes a antibióticos y al sistema inmune, también las tornan difíciles de cultivar in vitro. Incluso, su estado metabólico dentro del biofilm puede imposibilitar por completo su cultivo9,10.

BIOFILMS E INFECCIONES

Las enfermedades infecciosas durante el siglo pasado eran causadas por bacterias dotadas de mecanismos patogénicos específicos: difteria, tuberculosis, cólera, coqueluche, etc. Los antibióticos y vacunas desarrollados para estos gérmenes lograron una notable eficacia en su control. En la actualidad estas bacterias han sido desplazadas del primer plano por microorganismos ubicuos, capaces de producir infecciones de tipo crónico, que responden pobremente a los tratamientos antibióticos y no pueden prevenirse mediante inmunización. Diversas publicaciones recientes señalan que, por lo menos, el 65% de todos los procesos infecciosos bacterianos humanos podrían involucrar biofilms3-5,7,9,22.

En los últimos 10 años, debido a su prevalencia abrumadora, los biofilms han sido reconocidos progresivamente como factores importantes en la patogenia de muchas infecciones humanas persistentes, incluyendo placa dental, caries, infección periodontal, neumonía por Pseudomona en fibrosis quística, cistitis crónica, endocarditis bacteriana, osteomielitis, y prostatitis crónica. También se ha demostrado que una variedad de dispositivos médicos ¡mplantables pueden portar biofilms, provocando infecciones asociadas, destacando la sepsis por catéteres endovenosos y arteriales. Además se han descrito en catéteres urinarios, sigmoidoscopios, y lentes de contacto. Constituyen, también, un problema serio en válvulas cardíacas artificiales, marcapasos y prótesis ortopédicas las cuales, una vez infectadas, generan infecciones excepcionalmente difíciles de resolver mediante antibióticos1,3,6,8,10,12,25.

Desde los años 70 se ha documentado la acumulación bacteriana en tubos endotraqueales en unidades de Cuidado Intensivo. La presencia de biofilms Gram negativos en estos tubos ha sido relacionada con neumonía intrahospitalaria, presumiblemente por diseminación mecánica durante la aspiración26,27. Un reciente estudio, usando microscopía láser confocal, logró identificar biofilms bacterianos en 10 de 11 tubos de traqueostomía pediátricos⁶.

La naturaleza de la placa dental comenzó a adquirir gran importancia a partir de los mediados de los '60, poniéndose énfasis en los factores contribuyentes a la diversidad de ecosistemas, incluyendo pH, potencial de oxido-reducción y requerimientos nutricionales².

Intentando explicar la progresión de la enfermedad dental se ha propuesto una hipótesis de placa inespecífica y otra, de placa específica. Según la primera, la enfermedad periodontal sería el resultado de la elaboración de productos nocivos por toda la flora microbiana de la placa. Así, una gran acumulación de placa produciría cantidades importantes de substancias perjudiciales, las cuales superarían las defensas del huésped, generando enfermedad periodontal. Al desarrollo de ésta contribuirían todos los gérmenes al interior de la placa, no siendo importante identificar un germen aislado. Por ende, las medidas de higiene oral, buscando remover tanta placa dental como fuera posible, se hicieron imprescindibles para la conservación de la salud oral2,28.

En cambio, la hipótesis de placa específica postula que sólo ciertos gérmenes dentro de la placa serían patógenos, y que el grado de daño dependería de un crecimiento excesivo o selección de las bacterias más virulentas. Según esta teoría, la enfermedad periodontal sería el resultado de noxas celulares causadas por patógenos específicos, las que provocarían respuestas inflamatorias e inmunes por el huésped².

En Otorrinolaringología, aunque existe escasa literatura respecto a la participación de los biofilms en enfermedades localizadas en esta área, gradualmente se está evidenciando que los biofilms poseerían un rol importante en derrame crónico en oído medio, amigdalitis crónica, sinusitis crónica, colesteatoma, e infecciones asociadas a dispositivos, tales como tubos de timpanostomía, prótesis vocales y tubos endotraqueales3-8,10,13,29-32. Pawlowski y cois³³, en 2005, notificaron la presencia de biofilm bacteriano en un implante coclear humano.

Los tubos de timpanostomía son quizás los dispositivos de material foráneo más frecuentemente implantados en humanos. Se ha estudiado con microscopía, tanto electrónica como láser confocal, las influencias que la superficie y las propiedades físicas del material tienen en la formación de biofilm. Experimentos efectuados con P aeruginosa y S aureus han encontrado que las superficies lisas (vgr: silicona y plástico tetrafluoruro) son menos propensas al desarrollo de biofilm34,35.

El comportamiento de los patógenos en otitis media aguda se ajusta bastante bien con los principios microbiológicos clásicos: las bacterias son cultivables en la mayoría de los casos, y la terapia antimicrobiana tiene un efecto significativo en los síntomas clínicos. En cambio, en otitis media con derrame el comportamiento de patógenos no es tan claro. Los cultivos a menudo no muestran desarrollo, la terapia antibiótica posee escaso o nulo efecto en la resolución, y la duración de la enfermedad es, con frecuencia, prolongada. Las evidencias respecto a la formación de biofilm en derrame crónico de oído medio están comenzando a arrojar luces en muchos de estos misterios⁶.

Hall-Stoodley y cois³⁶ detectaron presencia de biofilms en 92% de muestras de mucosa oído medio, examinadas con microscopio láser confocal, de 26 niños portadores de otitis media con derrame y otitis media recurrente, estructuras que no se observaron en las muestras de 8 pacientes controles.

En el pasado se ha identificado ácido desoxirribonucleico bacteriano en derrames de oído medio con cultivos negativos. Sin embargo, permanecen interrogantes respecto a la viabilidad y carácter patógeno de estas bacterias. Estudios recientes respecto a ARN mensajero bacteriano y endotoxinas bacterianas en derrames de oído medio sin cultivos positivos implican a biofilms en la patogénesis de estas infecciones. Si los biofilms están involucrados en enfermedad crónica de oído medio, es lógico presumir que ellos también podrían participan en otras enfermedades crónicas respiratorias altas, tales como amigdalitis, sinusitis, y adenoiditis6,19.

Chole y cois⁸ encontraron biofilms en el interior de criptas en 11 de 15 tonsilas infectadas crónicamente. Las bacterias biofilms, así protegidas de las defensas del huésped y de los antibióticos, continuarían metabolizando y formando endotoxinas. Lo anterior puede conducir a una inflamación crónica. Cuando las condiciones medioambientales locales fuesen eventualmente favorables, estas bacterias podrían hacerse móviles, determinando que se repita una infección aguda.

La rebeldía de la rinosinusitis crónica (RSC) es compatible con el perfil de una infección por biofilm. Cryer y cois³⁷ fueron los primeros en informar sobre la presencia de biofilms en pacientes quienes habían sido intervenidos quirúrgicamente, y continuaban presentando síntomas a pesar de tratamiento médico. Estos enfermos tenían, principalmente, infección por P aeruginosa. Ramadan⁴ mediante el empleo de microscopía electrónica de barrido encontró evidencias de biofilms en todas las biopsias de mucosa en cinco pacientes quienes habían sido intervenidos quirúrgicamente por RSC.

En un estudio posterior, este autor realizó una investigación prospectiva controlada en 30 pacientes. Las muestras tisulares fueron obtenidas de senos enfermos, específicamente mucosa etmoidal. El examen de las 30 muestras detectó evidencias de biofilms en 24 (80%) de los sujetos. En cambio, los controles tenían cilios y células caliciformes de aspecto saludable, sin presencia de biofilms⁵.

Investigaciones efectuadas respecto a cambios de la mucosa en rinosinusitis crónica revelan diferentes grados de denudación, generando superficies con muchas de las características requeridas para la formación de un biofilm, incluyendo: aspereza de la superficie, hidrofobicidad, sodio, calcio, iones férricos, abundante suministro de nutrientes, y temperatura adecuada3,4,38.

El exacto papel de los biofilms bacterianos en RSC aún permanece por aclararse. Se postula que, en la etiología de esta enfermedad, la mutación de las bacterias biofilm -fenotípicamente diferentes de las formas planctónicas- sería de mayor importancia que la resistencia de la matriz del biofilm a la penetración antibiótica. Adicionalmente, debido a esta resistencia al tratamiento, las bacterias biofilm se convertirían en reservorios para el establecimiento de infecciones sinusales crónicas7,39.

ESTRATEGIAS TERAPÉUTICAS FUTURAS

El reconocimiento que el biofilm es responsable de un grupo significativo de enfermedades humanas posibilita la búsqueda de enfoques novedosos para el tratamiento y prevención, como podría ser el inhibir la adhesión mediante la alteración de la superficie. Una alternativa para disminuir la fijación a superficies incluye uso de agentes quelantes, que limitan el hierro, el cual es necesario para la adhesión de los pili de Pseudomonas sp⁴⁰. El xilitol, un alcohol natural del azúcar administrado bajo la forma de jarabe o goma de mascar, ha mostrado una efectividad clínica significativa en prevenir caries y disminuir la incidencia de otitis media en niños, posiblemente vía reducción de mecanismos de adhesión bacteriana⁴¹.

Debido a que la resistencia que presenta el biofilm depende de la agregación de bacterias en comunidades multicelulares, una estrategia puede ser desarrollar terapias que rompan su estructura multicelular. Si la multicelularidad del biofilm es derrotada, las defensas del huésped pueden ser capaces de resolver la infección logrando, de esta manera, restituir la eficacia de los antibióticos. Terapias potenciales incluyen enzimas que disuelvan los polímeros de la matriz, reacciones químicas que bloqueen la síntesis de la matriz del biofilm y el empleo de análogos de proteínas y péptidos señalizadores que interfieran con la comunicación célula-a-célula, indispensables para la formación de un biofilm23,24.

Se ha demostrado que los antibióticos macrólidos parecen inhibir la síntesis de polisacáridos y, de esta manera, degradarían la protección de la superficie del biofilm. Estos antimicrobianos podrían tener un efecto inmunomodulador logrando impedir señales bacterianas. El tratamiento de biofilms con claritromicina reduce la matriz que cubre el biofilm, tanto de P aeruginosa como de S epidermidis, aunque las bacterias mismas sean resistentes al antibiótico10,42.

Finalmente, otras dos estrategias promisorias son cambios en el medioambiente a través de inhibición competitiva por otras bacterias (vgr: estreptococos alfa) o incremento de la tensión de oxígeno (vgr: en pacientes con tubos de timpanos-tomía)⁶.

Se ha identificado una molécula denominada "furanona", producida por el alga Delisea pulcra, con una estructura similar a las acil-homoserina-lactonas. Estas moléculas bloquean el sistema quorum sensing y la consiguiente formación de biofilm. En la actualidad se intenta desarrollar inhibidores de la formación de biofilm basados en derivados de la furanona, ya que esta molécula es extremadamente tóxica⁴³.

BIBLIOGRAFÍA

1. Donlan RM. Biofilms: Microbial life on surfaces. Emerg Infect Dis 2002; 8 (9): 881-90.

2. Thomas JG, Nakaishi LA. Managing the complexity of a dynamic biofilm. J Am DentAssoc 2006; 137(suppl): 10S-15S.

3. Sanclement JA, Webster Pl, Thomas J, Ramadan HH. Bacterial biofilms in surgical specimens of patients with chronic rhinosinusitis. Laryngoscope 2005; 115: 578-82.

4. Ramadan HH, Sanclement, JA, Thomas JG. Chronic rhinosinusitis and biofilms. Otolayngol Head Neck Surg 2005; 132: 414-7.

5. Ramadan HH. Chronic rhinosinusitis and bacterial biofilms. Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg 2006; 14(3): 183-6

6. Scott C, Manning SC. Basics of biofilm in clinical otolaryngology. Ear Nose Throat J 2003; 82 (suppl): 18-20.

7. Sanderson AR, Leid JG, Hunsaker D. Bacterial biofilms on the sinus mucosa of human subjects with chronic rhinosinusitis. Laryngoscope 2006; 116: 1121-6.

8. Chole RA, Faddis BT Anatomical evidence of microbial biofilms in tonsillar tissues: A possible mechanism to explain chronicity Arch Otolaryngol Head Neck Surg 2003; 129: 634-6.

9. Lasa I, del Pozo JL, Penadés JR, Leiva J. Biofilms bacterianos, www.cfnavarra.es/salud/ anales/textos/vol28/n2/

10. Post JC, Stoodley P, Hall-Stoodley L, Ehrlich GD. The role of biofilms in otolaryngologic infections. Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg 2004; 12: 185-90.

11. Anderl JN, Franklin MJ, Stewart PS. Role of antibiotic penetration limitation in Klebsiella pneumoniae biofilm resistance to ampicillin and ciprofloxacin. Antimicrob Agents Chemo-ther 2000; 44: 1818-24.

12. Costerton JW, Stewart PS, Greenberg EP Bacterial biofilms: A common cause of persistent infections. Science 1999; 284: 1318-22.

13. Fergie N, Bayston R, Pearson J, Birchall J. Is otitis media with effusion a biofilm infection? Clin Otolaryngol 2004; 29: 38-46.

14. Characklis WG citado por (1).

15. Costerton JW, Geesey GG, Cheng KJ. How bacteria stick. Sci Am 1978; 238: 86-95.

16. Jones HC, Roth IL, Saunders WM III. Electron microscopic study of a slime layer. J Bacteriol 1969; 99: 316-25.

17. Sutherland IW. Biofilm exopolysaccharides: a strong and sticky framework. Microbiology 2001; 147:3-9.

18. De Beer D, Stoodley P, Roe F et al. Effects of biofilm structure on oxygen distribution and mass transport. Biotechnol Bioeng 1994; 43: 1131-8.

19. Fletcher M. Attachment of Pseudomonas fluo-rescens to glass and influence of electrolytes on bacterium-substratum separation distance. JBacterionmS; 170: 2027-30.

20. Singh P, Schaeffer A, Parsek M et al. Quorum sensing signals indicate that cystic fibrosis lungs are infected with bacterial biofilms. Nature 2000; 401: 762-4.

21. Davies DG, Parsek MR, Pearson JP, Iglewski BH, Costerton JW, Greenberg EP The involvement of cell-to-cell signals in the development of a bacterial biofilm. Science 1998; 280: 295-8.

22. Potera C. Forging a link between biofilms and disease. Science 1999; 283: 1837-9.

23. Colon-González MT, Membrillo-Hernández J. Comunicación entre bacterias. http://www. microbiologia.org.mx/ microbiosenlinea / CA-PITULO_04/Capitulo04.pdf

24. Stewart PS, Costerton JW. Antibiotic resistance of bacteria in biofilms. Lancet2001; 358: 135-8.

25. Costerton JW. Cystic fibrosis pathogenesis and the role of biofilms in persistent infection. Trends Microbiol 2001; 9: 50-2.

26. Feldman C, Kassel M, Cantrell J et al. The presence and sequence of endotracheal tube colonization in patients undergoing mechanical ventilation. Eur Respir J1999; 13: 546-51.

27. Sottile FD, Marrie TJ, Prough DS et al. Nosocomial pulmonary infection: Possible etio-logic significance of bacterial adhesion to endotracheal tubes. Crit Care Med 1986; 14: 265-70.

28. Loesche WJ. Chemotherapy of dental plaque infections. Oral Sci Rev 1976; 9: 65-107.

29. Chole RA, Faddis BT Evidence for microbial biofilms in cholesteatomas. Arch Otolaryngol Head Neck Surg 2002; 128: 1129-33.

30. Rayner MG, Zhang Y, Gorry MC, Chen Y, Post JC, Ehrlich GD. Evidence of bacterial metabolic activity in culture-negative otitis media with effusion. JAMA 1998; 279: 296-9.

31. Ehrlich GD, Veeh R, Wang X et al. Mucosal biofilm formation on middle-ear mucosa in the chinchilla model of otitis media. JAMA 2002; 287: 1710-5.

32. Post JC. Direct evidence of bacterial biofilms in otitis media. Laryngoscope 2001; 111: 2083-94.

33. Pawlowski KS, Wawro D, Roland PS. Bacterial biofilm formation on a human cochlear implant. Otol Neurotol 2005; 26: 972-5.

34. Saidi IS, Biedlingmaier JF, Whelan P. In vivo resistance to bacterial biofilm formation on tympanostomy tubes as a function of tube material. Otolaryngol Head Neck Surg 1999; 120:621-7.

35. Biedlingmaier JF, Samaranayake R, Whelan P. Resistance to biofilm formation on otologic implant materials. Otolaryngol Head Neck Surg 1998; 118:444-51.

36. Hall-Stoodley L, Ze Hu F, Gieseke A, Nistico L et al. Direct detection of bacterial biofilms on the middle-ear mucosa of children with chronic otitis media. JAMA 2006; 296: 202-11.

37. Cryer J, Schipor I, Perloff JR, Palmer JN. Evidence of bacterial biofilms in human chronic sinusitis. ORL J Otorhinolaryngol Relat Spec 2004; 66: 155-8.

38 Biedlingmaier JF, Trifillis A. Comparison of CT scan and electron microscopic findings on endoscopically harvested middle turbina-tes. Otolaryngol Head Neck Surg 1998; 118: 165-73.

39. Chan J, Hadley J. The microbiology of chronic rhinosinusitis: Results of a community surveillance study. Ear Nose Throat J 20OV, 80:143-5.

40. Singh PK, Parsek MR, Greenberg EP, Welsh MJ. A component of innate immunity prevents bacterial biofilm development. Nature 2002; 417: 552-5.

41. Uhari M, Kontiokari T, Niemela M. A novel use of xylitol sugar in preventing acute otitis media. Pediatrics 1998; 102 (Pt 1): 879-84.

42. Yasuda H, Aiiki Y, Koga T, et al. Interaction between biofilms formed by Pseudomonas aeruginosa and clarithromycin. Antimicrob Agents Chemother 1993; 37: 1749-55.

43. Hentzer M, Riedel K, Rasmussen TB et al. Inhibition of quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa biofilm bacteria by a halogenated furanone compound. Microbiology 2002; 148 (Pt 1): 87-102.

# data[].attributes.attachment_link.description
Rev. Otorrinolaringol. Cir. Cabeza Cuello 2007; 67: 61-72

# data[].attributes.headline
Mecanismos de resistencia a un nuevo antibiótico para el tratamiento de los biofilms de Pseudomonas aeruginosa

# data[].attributes.subject
Mecanismos de resistencia a un nuevo antibiótico para el tratamiento de los biofilms de Pseudomonas aeruginosa

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
[cat] Pseudomonas aeruginosa es una bacteria Gram negativa oportunista que es capaz de causar diferentes tipos de infecciones en pacientes con inmunodepresión, quemaduras, heridas crónicas, implantes biomédicos, entre otros. Este microorganismo es el principal causante de morbilidad y mortalidad en fibrosis quística (FQ), además de causar infecciones crónicas pulmonares en pacientes con bronquiectasia o enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC). Este microorganismo posee un genoma muy elástico que le confiere una gran adaptabilidad a diversos ambientes a través de numerosas mutaciones y/o transferencia de material genético. El principal mecanismo de persistencia es la capacidad de crecimiento en biopelículas (biofilm), relacionada a su vez con la resistencia a los antibióticos. En este contexto, la erradicación de la infección crónica es muy difícil y se hace necesario el ensayo de posibles nuevos antibióticos y/o estrategias terapéuticas alternativas. En este estudio se ha investigado la eficacia terapéutica de un nuevo antibiótico (NA1) sobre los biofilms de P. aeruginosa, el potencial de desarrollo de resistencia de alto nivel y los principales mecanismos de resistencia.

# data[].attributes.attachment_link.title
Mecanismos de resistencia a un nuevo antibiótico para el tratamiento de los biofilms de Pseudomonas aeruginosa

# data[].attributes.attachment_link.description
cat] Pseudomonas aeruginosa es una bacteria Gram negativa oportunista que es capaz de causar diferentes tipos de infecciones en pacientes con inmunodepresión, quemaduras, heridas crónicas, implantes biomédicos, entre otros. Este microorganismo es el principal causante de morbilidad y mortalidad en fibrosis quística (FQ), además de causar infecciones crónicas pulmonares en pacientes con bronquiectasia o enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC).

# data[].attributes.headline
Biofilms de Pseudomonas aeruginosa como mecanismos de resistencia y tolerancia a antibióticos. Revisión narrativa

# data[].attributes.subject
Biofilms de Pseudomonas aeruginosa como mecanismos de resistencia y tolerancia a antibióticos. Revisión narrativa

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
Volver a los detalles del artículo Biofilms de Pseudomonas aeruginosa como mecanismos de resistencia y tolerancia a antibióticos. Revisión narrativa Descargar Descargar PDF

# data[].attributes.attachment_link.keywords[]
revista de la facultad de ciencias de la salud universidad del cauca

# data[].attributes.attachment_link.title
Vista de Biofilms de Pseudomonas aeruginosa como mecanismos de resistencia y tolerancia a antibióticos. Revisión narrativa

# data[].attributes.attachment_link.description
Volver a los detalles del artículo Biofilms de Pseudomonas aeruginosa como mecanismos de resistencia y tolerancia a antibióticos. Revisión narrativa Descargar Descargar PDF

# data[].attributes.headline
Biofilms bacterianos               Bacterial biofilms

# data[].attributes.subject
Biofilms bacterianos               Bacterial biofilms

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
Rev. Otorrinolaringol. Cir. Cabeza Cuello 2007; 67: 61-72

REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

Biofilms bacterianos

Bacterial biofilms

Julio Nazar C.

INTRODUCCIÓN

Las bacterias existen en la Naturaleza bajo dos formas o estados: a) bacterias planctónicas, de libre flotación, y b) bacterias biofilm, en colonias de microorganismos sésiles. Desde los tiempos de Koch, bacteriólogos y clínicos se han abocado al estudio de los gérmenes planctónicos, libremente suspendidos, y descritos en base a sus características de desarrollo en medios de cultivos adecuados.

Esto se ha debido, entre otras razones, al hecho que la investigación de los biofilms bacterianos es singularmente más difícil que aquélla respecto a las bacterias planctónicas. Desafortunadamente, este enfoque centrado en el desarrollo de estas últimas en cultivos de laboratorio, una condición que tiene escasa relación con los ambientes microbianos verdaderos, ha limitado la comprensión respecto a las interacciones entre bacterias y huéspedes1,2.

Tan sólo una muy pequeña fracción de las bacterias se halla en forma planctónica o de libre flotación, y las bacterias biofilm son diferentes a las planctónicas. Se postula que el 99% de todas las células bacterianas existen en calidad de biofilms, y tan sólo 1% vive en estado planctónico³⁻⁵.

La adhesión bacteriana a superficies ha sido reconocida por varias décadas. Ya por los años 70, los microbiólogos plantearon que, probablemente, la mayor parte de las bacterias en la Naturaleza existía en estado de biofilm. Sin embargo, la terapia de la mayoría de las infecciones humanas continúa aún basada en el estudio de las minoritarias bacterias planctónicas libre flotantes. Los biofilms se crean cuando las bacterias libre flotantes perciben una superficie, se adhieren a ella y, a continuación, elaboran señales químicas para coordinar diferenciación y formación de estructura, incluyendo el desarrollo de una cubierta polisa-cárida protectora⁶.

Los gérmenes pueden crear condiciones para formar biofilms casi en cualquier ambiente líquido. La interfase sólido-líquida entre una superficie y un medio acuoso (vgr: agua, sangre) proporciona un entorno ideal para la fijación y crecimiento de microorganismos⁷. Por consiguiente, los biofilms son ubicuos en la Naturaleza y se encuentran prácticamente en todo cuerpo natural de agua en el mundo⁸.

Es así como cotidianamente debemos convivir con ellos: el limo o película que recubre un jarrón en el que se ha tenido flores, el material resbaladizo que tapiza las piedras de los lechos de los ríos, los cascos de los barcos o la superficie interna de una tubería. Otro ejemplo cotidiano de biofilm lo constituye la placa dental. Diariamente debemos combatir la película de bacterias que cubre la superficie dental para evitar el desarrollo excesivo de microorganismos que puede provocar un deterioro del esmalte2,9.

Los biofilms bacterianos representan una antigua estrategia de supervivencia procariótica. Esto debido a que las bacterias logran ventajas significativas al proporcionarles los biofilms protección frente a fluctuaciones medioambientales de humedad, temperatura y pH, al igual que concentrando nutrientes y facilitando la eliminación de desechos.

Registros efectuados en fósiles revelan que procariotes han estado viviendo en biofilms por más de tres billones de años¹⁰.

La capacidad de formar biofilm no parece restringirse a ningún grupo específico de microorganismos y, en la actualidad, se considera que bajo condiciones ambientales adecuadas la inmensa mayoría de las bacterias, independiente de la especie, puede existir dentro de biofilms adheridos a superficies en una interfase sólido/ líquida, incluyendo organismos importantes en enfermedades otorrinolaringológicas, tales como P aeruginosa, H influenzae, S pneumoniae, Klebsiella y S aureus 2,8,11. Esta adhesión a una superficie húmeda, ya sea inerte o viviente, es de carácter irreversible, esto es, el biofilm no logra ser removido mediante lavado suave1,3-5,9,10,12,13.

DEFINICIÓN E HISTORIA

En 2002, Donlan efectuó una descripción ampliamente aceptada de un biofilm, estableciendo que es "una comunidad microbiana sésil, caracterizada por células que están adheridas irreversiblemente a un substrato o interfase, o unas con otras, encerradas en una matriz de sustancias poliméricas extracelulares que ellas han producido, y exhiben un fenotipo alterado en relación con la tasa de crecimiento y trascripción génica"¹.

Van Leeuwenhoek, utilizando sus simples microscopios de luz, fue el primero en describir, en el siglo XVII, la presencia de microorganismos adheridos a superficies dentales, a raíz de lo cual se le reconoce como el descubridor de los biofilms bacterianos¹. Esta línea de investigación resurgió recién en los 70, cuando Characklis¹⁴ procedió a estudiar légamos microbianos en sistemas de aguas industriales logrando demostrar su tenacidad y resistencia a diferentes desinfectantes, entre ellos, el cloro. Posteriormente, Costerton y cois15 describieron la presencia de comunidades bacterianas embebidas en matriz glucoproteica unidas a superficies en contacto con el agua, postulando que los biofilms podrían ser la explicación para los mecanismos por los cuales los gérmenes se adhieren a superficies vivientes e inertes.

Sin embargo, se debió esperar el advenimiento del microscopio electrónico para lograr un examen detallado de los biofilms. Éste permitió la fotomi-croscopía de alta resolución a aumentos significativamente mayores respecto al microscopio de luz. En las últimas dos décadas gran parte del trabajo realizado para la descripción de biofilms se ha basado en la microscopía electrónica de barrido. Mediante ésta se procedió a examinar biofilms en filtros en plantas de tratamiento de aguas servidas, encontrándose que estaban compuestos por una multiplicidad de gérmenes¹⁶. Usando tinción específica, se logró demostrar que el material de la matriz que engloba a las bacterias en estos biofilms era polisacárido¹.

Recientemente, dos grandes avances han incrementado substancialmente la comprensión de los biofilms: (a) la utilización del microscopio láser confocal, que ha permitido caracterizar la ultraes-tructura del biofilm, y (b) la investigación de los genes involucrados en la adhesión celular y la formación de biofilm¹.

COMPOSICIÓN Y ARQUITECTURA

Toda comunidad microbiana desarrollada en biofilm es única en su género, aunque algunos atributos estructurales pueden, generalmente, ser considerados universales. El término biofilm es, en cierto modo, un nombre inapropiado, puesto que los biofilms no constituyen un depósito superficial de una monocapa continua¹.

Los biofilms están estructurados principalmente por grandes colonias de bacterias sésiles incrustadas en una matriz polimérica extracelular o glicocálix. Las células bacterianas, que componen el 15%-20% del volumen, no se dividen al interior de los biofilms, lo cual podría atribuirse al hecho de adoptar un fenotipo alterado, diferente al de las mismas bacterias en estado de libre flotación⁸.

La matriz es muy hidratada debido a que incorpora grandes cantidades de agua dentro de su estructura, llegando este elemento a representar hasta el 97% de ésta¹. Además de agua y gérmenes, la matriz está formada por exopolisacáridos (EPS), los que constituyen su componente fundamental, producidos por los propios microorganismos integrantes. En menor cantidad se encuentran otras macromoléculas como proteínas, ácidos nucleicos, y diversos productos que proceden de la lisis bacteriana. El conjunto de polisacáridos, ácidos nucleicos y proteínas se conocen bajo el nombre de substancias poliméricas extracelulares (SPE). En la matriz también puede hallarse materiales no bacterianos, tales como cristales de sales minerales, partículas de corrosión y/o de sedimento, o componentes sanguíneos, según sea el medioambiente en el cual se desarrolla el biofilm. Además, los EPS pueden estar asociados con iones metálicos y cationes bivalentes. Pueden tener carga neutra o carga polianiónica, según el tipo de exopolisacárido, lo que les permitiría interactuar con distintos antimicrobianos, de forma tal que estos pueden quedar atrapados en la matriz sin capacidad para actuar sobre las bacterias¹⁰.

La producción de EPS es influida por la calidad nutricional del medioambiente. Se ha observado que un incremento en la concentración de nutrientes está correlacionado con un aumento en el número de células bacterianas adheridas. Además, una disponibilidad excesiva de carbono y/o limitación de nitrógeno, potasio o fosfato promueve la síntesis de EPS1,2,9,17.

La arquitectura de la matriz no es sólida. Las bacterias biofilm viven en torreones celulares que se extienden en forma tridimensional desde la superficie a la cual están adheridas. Estos torreones están compuestos por microcolonias de diferentes células bacterianas, tanto aeróbicas como anaeróbicas, englobadas por exopolisacáridos, y separadas unas de otras por espacios intersticiales huecos, llamados canales de agua, que permiten el flujo de líquido y actúan como un sistema circulatorio primitivo para el transporte y difusión de nutrientes y oxígeno a las bacterias ubicadas en su interior, incluso aquéllas situadas en las zonas más profundas del biofilm. Asimismo, constituyen un mecanismo para la remoción de productos de desecho metabólico1,18.

La existencia de estos canales de agua no impide, sin embargo, que dentro del biofilm se encuentren ambientes en los que la concentración de nutrientes, pH u oxígeno es diferente. Se genera, de esta manera, una gradiente de tensión de pH y de oxígeno, siendo metabólicamente más activas las áreas superficiales respecto a las más profundas. En estas últimas, las bacterias deben adaptarse a una disponibilidad reducida de oxígeno7,9,18. La formación y estructura de un biofilm depende de las características del substrato al cual se une y a otros aspectos del medio ambiente. Así, los biofilms en una superficie mucosa son fisiológicamente diferentes de aquellos formados en superficies inertes. Se ha acuñado el término "biofilm de mucosa" para describir aquellos que son característicos en mucosas. Estos, aunque estrechamente relacionados con los encontrados en superficies inertes, no son idénticos en cuanto a su expresión génica ni en la naturaleza de sus microambientes. Los biofilms de mucosas son modulados por la respuesta inflamatoria del huésped y, además, por proteínas y células del huésped que contribuyen a su composición¹⁰.

ETAPAS EN EL CICLO VITAL

La biología de los biofilms se centra en su ciclo vital e interacciones con el medio ambiente. El ciclo vital es un proceso dinámico que puede ser dividido en 3 partes: adhesión, crecimiento y separación o desprendimiento.

Durante la primera fase, el substrato tiene que ser adecuado para la adsorción reversible y, finalmente, la adhesión irreversible de la bacteria a la superficie. Las bacterias, una vez percibida una superficie, proceden a formar una unión activa vía apéndices, como fimbrias, flagelos o pili. Mediante microscopía electrónica se ha descrito que las bacterias adheridas se encuentran conectadas a la superficie por medio de finas fibrillas poliméricas extracelulares. Las fimbrias, probablemente luego de superar la barrera de repulsión electroestática inicial que existe entre el germen y el sustrato, contribuyen a la adhesión bacteriana1,4.

La motilidad, otorgada por flagelos, ayudaría a la bacteria a alcanzar la superficie en las etapas iniciales de la adhesión, siendo su función principal vencer las fuerzas de repulsión más que actuar como adherente. Sin embargo, la motilidad no pareciera ser un requisito esencial, puesto que bacterias Gram positivas inmóviles, como estafilococos, estreptococos y micobacterias, también poseen la capacidad de formar biofilm. En el caso de las bacterias Gram positivas se ha descrito, en esta primera etapa, la participación de proteínas de superficie6,9.

La adhesión de bacterias a una superficie ocurrirá más fácilmente en aquéllas más ásperas, más hidrofóbicas, y recubiertas por "films condicionantes". Se ha descrito que la colonización microbiana parece incrementar a medida que aumenta la aspereza de la superficie. Esto sería debido a que están reducidas las fuerzas de deslizamiento, y el área de superficie se torna mayor². Los films condicionantes, compuestos habitual-mente por polímeros, cubren inevitable y rápidamente la superficie de cualquier material que se encuentre en contacto con un líquido, y constituyen requisito indispensable para una ulterior adhesión microbiana. Un buen ejemplo en el hombre puede ser el film conocido como "película adquirida", que se desarrolla en superficies del esmalte dental. Este film consta de albúminas, lisozimas, glicoproteínas, fosfoproteínas, y lípidos. Las bacterias de la cavidad oral colonizan, al cabo de algunas horas, aquellas superficies condicionadas por esta película².

Las propiedades físico-químicas de la superficie también pueden ejercer una fuerte influencia en el grado y extensión de la adhesión. Se ha encontrado que los gérmenes se adhieren más rápidamente a superficies hidrofóbicas, no polarizadas, como lo es el teflón y otros plásticos, en comparación con materiales hidrofílicos, como vidrio o metales. Aparentemente se produciría algún tipo de interacción hidrofóbica entre la superficie celular y la del sustrato que permitirían a la bacteria superar las activas fuerzas de rechazo a cierta distancia de la superficie del sustrato, y lograr adherirse irreversiblemente¹.

En la adhesión bacteriana pueden también influir variaciones en la velocidad de flujo, temperatura del agua, y concentración de nutrientes. Se ha encontrado que un incremento en la concentración de diversos cationes (sodio, calcio, hierro) afecta la adhesión de Pseudomonas spp a superficies de vidrio¹⁹.

Durante la segunda fase o de crecimiento, la bacteria, una vez adherida, comienza a dividirse y las células hijas se extienden alrededor del sitio de unión, formando una microcolonia, similar al proceso de formación de colonias en placas de agar. A medida que las células se dividen y colonizan la superficie, las bacterias comienzan a elaborar un exopolisacárido que constituye la matriz del biofilm, y éste comienza a desplegarse en una formación tridimensional, generando estructuras similares a setas5,9.

La composición del exopolisacárido es diferente para cada bacteria: alginato, en P aeruginosa; celulosa, en S typhimurium; exopolisacárido rico en glucosa y galactosa en V. cholerae; poli-N-acetil-glucosamina, en S aureus, etc. Además, estudios recientes señalan que, incluso una misma bacteria, dependiendo de las condiciones ambientales en las que se encuentre, puede producir diferentes exopolisacáridos⁹.

Finalmente, en la tercera etapa, luego que el biofilm ha alcanzado la madurez, algunas células, ya sea aisladamente o en conglomerados bacterianos, se liberan de la matriz para poder colonizar nuevas superficies, cerrando el proceso de formación y desarrollo del biofilm. El desprendimiento puede ser resultado de fuerzas externas al biofilm o de procesos activos inducidos por éste¹⁰.

Los tres principales mecanismos para generar el desprendimiento serían: (a), erosión o deslizamiento: remoción continua de pequeñas partes del biofilm; (b) separación: remoción rápida y masiva; y (c) abrasión: liberación por colisión de partículas del líquido circundante con el biofilm. La separación es menos frecuente que la erosión, y se piensa derivaría de depleción de nutrientes u oxígeno al interior del biofilm. Se observa preferentemente en biofilms más voluminosos, que se han desarrollado en medioambientes otrora ricos en nutrientes. La separación proporcionaría un mecanismo para que las bacterias migren desde zonas densamente colonizadas a áreas que podrían favorecer mejor su desarrollo, logrando así formar nuevos biofilms en sitios distantes. Un ejemplo es la sepsis recurrente en un paciente con un catéter infectado1,6.

La forma en que se produce la dispersión afectaría, aparentemente, las características fenotípicas de los gérmenes. Los conglomerados desprendidos desde el biofilm conservarían, probablemente, ciertas características de éste, tales como la resistencia antimicrobiana. En cambio, las células bacterianas liberadas aisladamente podrían rápidamente volver a su fenotipo planctónico, tornándose nuevamente susceptibles a las defensas del huésped y a los antimicrobianos¹.

QUORUM SENSING

Un avance importante en la comprensión de los biofilms ocurrió a comienzos de los '90 con el descubrimiento de proteínas responsables del mecanismo de quorum sensing o de auto-inducción. En los años siguientes se produjo una profusa publicación de nuevos conocimientos acerca de la genética de señalización célula-a-célula y translocación coordinada de genes responsables de factores de defensa y virulencia6,9.

La unión de los microorganismos a una superficie y ulterior formación de un biofilm necesita que las bacterias se cercioren que han efectuado contacto. Para lograrlo requieren de señales químicas coordinadas que les permitan comunicarse entre ellas. El desarrollo de interacciones célula-a-célula se facilita por la estrecha proximidad existente entre las bacterias biofilm. Esta interrelación, vía mensajeros de pequeñas moléculas, denominada quorum sensing, beneficia a la bacteria al permitirle sentir la presencia de microorganismos vecinos, determinar la densidad de la población existente y responder a eventuales condiciones cambiantes. El proceso quorum-sensing funciona debido a que cada bacteria que se une a una superficie produce una molécula señal "yo estoy aquí", de manera tal que mientras más bacterias se unen, se incrementa la concentración local de esta señal. Una vez logrado esto, se inducen diferentes fenómenos en la bacteria, para finalmente gatillarse la diferenciación biofilm. Su objetivo es coordinar determinados comportamientos o acciones entre microorganismos del mismo género, de acuerdo a su número. A menos que esté presente un número adecuado de células bacterianas en la vecindad, los costos de la producción de un biofilm para una bacteria individual superan los beneficios1,3-5,10,20-22.

Los gérmenes que utilizan quorum sensing elaboran y secretan moléculas señalizadoras, llamados auto-inductores. Las principales moléculas empleadas para comunicarse con las demás bacterias son las acil-homoserina-lactonas, que predominan en bacterias Gram negativas, mientras que oligopéptidos modificados prevalecen en gérmenes Gram positivos. Las bacterias también poseen un receptor que puede detectar específicamente el auto-inductor respectivo. Cuando éste se une al receptor, activa la trascripción de determinados genes, incluyendo aquellos para la síntesis del inductor2,23.

Los primeros microorganismos en quienes se observó quorum sensing fueron especies de Myxobacterias y Streptomyces. Sin embargo, el ejemplo más conocido es la regulación de la producción de luz en el Vibrio fischeri, una bacteria bioluminiscente que vive como un simbionte en el órgano generador de luz del calamar hawaiano. Cuando el V fischeri se encuentra en estado planctónico, el auto-inductor está en baja concentración y, de este modo, carece de luminiscencia. En cambio, en el órgano luminoso del calamar están muy concentrados (sobre 10¹¹ células/ml), induciéndose la trascripción enzimática y generándose bioluminiscencia.

El estudio de esta relación simbiótica comenzó a revelar algunos de los misterios de señales célula-a-célula. En el Vfischerise identificaron dos sistemas quorum-sensing: luxly luxR. Estos sistemas de señalización se han encontrado en casi todas las bacterias Gram negativas, y moléculas mensajeras célula-a-célula han sido detectados en más de 30 especies de bacterias Gram positivas. Los sistemas lux se han estudiado extensamente en Pseudomonas spp y Escherichia coli, y se les considera necesarios para la maduración del biofilm y activación de numerosos genes de factores de virulencia1,12.

Davies²¹ demostró que en la formación de biofilm en P aeruginosa están implicados dos sistemas diferentes de señalización célula-a-célula: lasR-lasI y rhlR-rhll. Una vez conseguida una densidad suficiente de población, estas señales alcanzan las concentraciones requeridas para activar los genes implicados en la diferenciación del biofilm. Mutantes incapaces de elaborar ambas señales producen biofilms notoriamente más delgados y sin su arquitectura típica. Además, pueden ser removidos mucho más fácilmente de superficies mediante uso de surfactantes. La adición de lactona homoserina al medio que contiene los biofilms mutantes da origen a biofilms similares a los de bacterias no mutantes¹.

INTERCAMBIO GÉNICO

En los últimos años diversos grupos de investigadores han orientado sus esfuerzos intentando identificar tanto los genes responsables de la transición biofilm/planctónica, al igual que aquellos que están expresados únicamente en biofilms y que son indispensables para mantener su particular estructura. Las bacterias biofilms poseen una expresión génica diferente respecto a sus contrapartes planctónicas, originando bacterias fenotípicamente distintas respecto a aquéllas. Se ha encontrado que hasta el 30% de los genes puede expresarse de manera diferente entre la misma bacteria desarrollada en condiciones planctónicas o en un biofilm3-5,8,9.

Los biofilms hospedan un medioambiente muy dinámico, donde se intercambia material genético tal como plásmidos (ácido desoxirribonucleico extra-cromosómico), enzimas y otras moléculas³⁻⁵. Estudios recientes postulan que la matriz de biofilms de P aeruginosa contienen ácido desoxirribonucleico como constituyente principal. Estos estudios, combinados con otros que muestran una tasa de transferencia génica, mediada por plásmidos, enormemente incrementada entre bacterias biofilms, sugieren que la redistribución de genes entre éstas es un procesocontinuo con importantes consecuencias en su adaptación evolutiva¹⁰.

Se ha planteado que cepas bacterianas de importancia clínica unidas a plásmidos desarrollan biofilms más fácilmente. Se ha observado, además, que cepas portadoras de plásmidos transfieren éstos a organismos receptores, generando la formación de biofilm. Sin plásmidos asociados, estos mismos gérmenes producen únicamente microcolonias de escaso desarrollo. Debido a que los plásmidos pueden codificar resistencia a múltiples antimicrobianos, la asociación biofilm proporciona también un mecanismo para selección e incremento de la resistencia bacteriana a los antibióticos1,3-5.

RESISTENCIA BACTERIANA

Las bacterias biofilm presentan una organización estructural que las hace resistentes a los mecanismos de defensa del huésped. Los biofilms, revestidos con SPE y conteniendo múltiples microcolonias bacterianas en su interior, se convierten en estructuras demasiado grandes como para ser fagocitadas, reduciendo la accesibilidad del sistema inmune a las bacterias. Por añadidura, el biofilm provee de una barrera física que aumenta la resistencia de patógenos a las defensas del huésped, como opsonización, lisis por complemento, y fagocitosis¹⁰.

En rigor, los biofilms provocan respuestas inmunes celular y humoral, demostradas por la identificación de citoquinas liberadas por leucocitos expuestos a biofilm. Sin embargo, debido a su aislamiento del entorno por la matriz y su reducido estado metabólico, esta respuesta sistémica es muy pequeña¹.

Otra ventaja, extremadamente importante desde el punto de vista clínico, es que las bacterias biofilms son muy resistentes a los antibióticos, siendo capaces de sobrevivir frente a concentraciones antibióticas miles de veces mayor respecto a las bacterias planctónicas. Por ejemplo, una cepa de Klebsiella pneumoniae en estado planctónico tiene una concentración inhibitoria mínima de 2 µg/ml a la ampicilina. Esta misma cepa, al crecer como biofilm, exhibe 66% de sobrevida luego de terapia con 5.000 ng/ml de ampicilina7,8,11,24.

Para intentar explicar esta resistencia se han planteado diversas hipótesis:

(a) | Penetración lenta o incompleta del antibiótico en el biofilm: Se debería a que la matriz de exopolisacáridos constituye una barrera impidiendo este ingreso. Si bien estudios in vitro muestran que algunos antibióticos logran ingresar con cierta facilidad, debido a que no existiría una barrera genérica a su difusión a través de la matriz, se postula que si el antibiótico logra ser desactivado en ésta por acción de polímeros extracelulares, puede tener tan sólo una difusión limitada dentro del biofilm10,24.
(b) | Causas metabólicas: Una baja actividad meta-bólica de las bacterias biofilm por limitación de oxígeno y nutrientes puede causar que ingresen en un estado de lentificación o cese de su mitosis, especialmente aquéllas situadas más profundamente, con lo cual dejan de ser susceptibles a los antimicrobianos. Además, se ha descrito la formación de nichos anaeróbicos en zonas profundas de biofilms debido a consumo completo del oxígeno en las capas superficiales. Algunos antibióticos, vgr: aminoglicósidos, son comprobadamente menos eficaces contra la misma bacteria en condiciones anaeróbicas que aeróbicas. Finalmente, una eventual acumulación de productos ácidos en el biofilm puede conducir a diferencias significativas de pH entre el exterior y el interior de éste, interfiriendo con la acción del antibiótico10,24.
(c) | Cambios genéticos: Se producirían modificaciones en la fisiología de las bacterias biofilm y aparición de genes específicos, producto de cambios genéticos, que potenciarían mecanismos de resistencia a múltiples antibióticos. Según diversos investigadores, esta resistencia se debería principalmente a modificaciones fenotipos en las bacterias biofilm, las que serían de tipo protectoras, especialmente al generar cese de la mitosis2,3,6,8-10. No obstante existir un respaldo mayoritario a esta hipótesis, Stewart y Costerton²⁴ expresan sus dudas al respecto, señalando que cuando las bacterias son dispersadas desde un biofilm, con frecuencia se tornan rápidamente susceptibles a antibióticos, lo que sugeriría que tal resistencia no sería adquirida vía mutaciones o elementos genéticamente movibles,
(d) | Formación de esporas: Esta hipótesis plantea la posibilidad de génesis de una subpoblación de bacterias biofilm con un estado fenotípico muy especial y altamente protegido, con una diferenciación símil esporas. Este planteamiento es apoyado por investigaciones que muestran resistencia en biofilms recientemente formados, aun cuando estos son demasiado delgados para constituir una barrera a la penetración de agentes antimicrobianos²⁴.

Es preciso tener presente que los antibióticos utilizados rutinariamente en clínica han sido seleccionados por su actividad frente a bacterias planctónicas. Lo anterior debido a que los estudios de sensibilidad o antibiogramas que se realizan habitualmente están diseñados para medir la susceptibilidad de la bacteria crecida de forma planctónica, sin tener en cuenta que los resultados obtenidos pueden no extrapolarse a esa misma bacteria cuando lo hace en el interior de un biofilm. Las mismas propiedades que hacen a las bacterias biofilms resistentes a antibióticos y al sistema inmune, también las tornan difíciles de cultivar in vitro. Incluso, su estado metabólico dentro del biofilm puede imposibilitar por completo su cultivo9,10.

BIOFILMS E INFECCIONES

Las enfermedades infecciosas durante el siglo pasado eran causadas por bacterias dotadas de mecanismos patogénicos específicos: difteria, tuberculosis, cólera, coqueluche, etc. Los antibióticos y vacunas desarrollados para estos gérmenes lograron una notable eficacia en su control. En la actualidad estas bacterias han sido desplazadas del primer plano por microorganismos ubicuos, capaces de producir infecciones de tipo crónico, que responden pobremente a los tratamientos antibióticos y no pueden prevenirse mediante inmunización. Diversas publicaciones recientes señalan que, por lo menos, el 65% de todos los procesos infecciosos bacterianos humanos podrían involucrar biofilms3-5,7,9,22.

En los últimos 10 años, debido a su prevalencia abrumadora, los biofilms han sido reconocidos progresivamente como factores importantes en la patogenia de muchas infecciones humanas persistentes, incluyendo placa dental, caries, infección periodontal, neumonía por Pseudomona en fibrosis quística, cistitis crónica, endocarditis bacteriana, osteomielitis, y prostatitis crónica. También se ha demostrado que una variedad de dispositivos médicos ¡mplantables pueden portar biofilms, provocando infecciones asociadas, destacando la sepsis por catéteres endovenosos y arteriales. Además se han descrito en catéteres urinarios, sigmoidoscopios, y lentes de contacto. Constituyen, también, un problema serio en válvulas cardíacas artificiales, marcapasos y prótesis ortopédicas las cuales, una vez infectadas, generan infecciones excepcionalmente difíciles de resolver mediante antibióticos1,3,6,8,10,12,25.

Desde los años 70 se ha documentado la acumulación bacteriana en tubos endotraqueales en unidades de Cuidado Intensivo. La presencia de biofilms Gram negativos en estos tubos ha sido relacionada con neumonía intrahospitalaria, presumiblemente por diseminación mecánica durante la aspiración26,27. Un reciente estudio, usando microscopía láser confocal, logró identificar biofilms bacterianos en 10 de 11 tubos de traqueostomía pediátricos⁶.

La naturaleza de la placa dental comenzó a adquirir gran importancia a partir de los mediados de los '60, poniéndose énfasis en los factores contribuyentes a la diversidad de ecosistemas, incluyendo pH, potencial de oxido-reducción y requerimientos nutricionales².

Intentando explicar la progresión de la enfermedad dental se ha propuesto una hipótesis de placa inespecífica y otra, de placa específica. Según la primera, la enfermedad periodontal sería el resultado de la elaboración de productos nocivos por toda la flora microbiana de la placa. Así, una gran acumulación de placa produciría cantidades importantes de substancias perjudiciales, las cuales superarían las defensas del huésped, generando enfermedad periodontal. Al desarrollo de ésta contribuirían todos los gérmenes al interior de la placa, no siendo importante identificar un germen aislado. Por ende, las medidas de higiene oral, buscando remover tanta placa dental como fuera posible, se hicieron imprescindibles para la conservación de la salud oral2,28.

En cambio, la hipótesis de placa específica postula que sólo ciertos gérmenes dentro de la placa serían patógenos, y que el grado de daño dependería de un crecimiento excesivo o selección de las bacterias más virulentas. Según esta teoría, la enfermedad periodontal sería el resultado de noxas celulares causadas por patógenos específicos, las que provocarían respuestas inflamatorias e inmunes por el huésped².

En Otorrinolaringología, aunque existe escasa literatura respecto a la participación de los biofilms en enfermedades localizadas en esta área, gradualmente se está evidenciando que los biofilms poseerían un rol importante en derrame crónico en oído medio, amigdalitis crónica, sinusitis crónica, colesteatoma, e infecciones asociadas a dispositivos, tales como tubos de timpanostomía, prótesis vocales y tubos endotraqueales3-8,10,13,29-32. Pawlowski y cois³³, en 2005, notificaron la presencia de biofilm bacteriano en un implante coclear humano.

Los tubos de timpanostomía son quizás los dispositivos de material foráneo más frecuentemente implantados en humanos. Se ha estudiado con microscopía, tanto electrónica como láser confocal, las influencias que la superficie y las propiedades físicas del material tienen en la formación de biofilm. Experimentos efectuados con P aeruginosa y S aureus han encontrado que las superficies lisas (vgr: silicona y plástico tetrafluoruro) son menos propensas al desarrollo de biofilm34,35.

El comportamiento de los patógenos en otitis media aguda se ajusta bastante bien con los principios microbiológicos clásicos: las bacterias son cultivables en la mayoría de los casos, y la terapia antimicrobiana tiene un efecto significativo en los síntomas clínicos. En cambio, en otitis media con derrame el comportamiento de patógenos no es tan claro. Los cultivos a menudo no muestran desarrollo, la terapia antibiótica posee escaso o nulo efecto en la resolución, y la duración de la enfermedad es, con frecuencia, prolongada. Las evidencias respecto a la formación de biofilm en derrame crónico de oído medio están comenzando a arrojar luces en muchos de estos misterios⁶.

Hall-Stoodley y cois³⁶ detectaron presencia de biofilms en 92% de muestras de mucosa oído medio, examinadas con microscopio láser confocal, de 26 niños portadores de otitis media con derrame y otitis media recurrente, estructuras que no se observaron en las muestras de 8 pacientes controles.

En el pasado se ha identificado ácido desoxirribonucleico bacteriano en derrames de oído medio con cultivos negativos. Sin embargo, permanecen interrogantes respecto a la viabilidad y carácter patógeno de estas bacterias. Estudios recientes respecto a ARN mensajero bacteriano y endotoxinas bacterianas en derrames de oído medio sin cultivos positivos implican a biofilms en la patogénesis de estas infecciones. Si los biofilms están involucrados en enfermedad crónica de oído medio, es lógico presumir que ellos también podrían participan en otras enfermedades crónicas respiratorias altas, tales como amigdalitis, sinusitis, y adenoiditis6,19.

Chole y cois⁸ encontraron biofilms en el interior de criptas en 11 de 15 tonsilas infectadas crónicamente. Las bacterias biofilms, así protegidas de las defensas del huésped y de los antibióticos, continuarían metabolizando y formando endotoxinas. Lo anterior puede conducir a una inflamación crónica. Cuando las condiciones medioambientales locales fuesen eventualmente favorables, estas bacterias podrían hacerse móviles, determinando que se repita una infección aguda.

La rebeldía de la rinosinusitis crónica (RSC) es compatible con el perfil de una infección por biofilm. Cryer y cois³⁷ fueron los primeros en informar sobre la presencia de biofilms en pacientes quienes habían sido intervenidos quirúrgicamente, y continuaban presentando síntomas a pesar de tratamiento médico. Estos enfermos tenían, principalmente, infección por P aeruginosa. Ramadan⁴ mediante el empleo de microscopía electrónica de barrido encontró evidencias de biofilms en todas las biopsias de mucosa en cinco pacientes quienes habían sido intervenidos quirúrgicamente por RSC.

En un estudio posterior, este autor realizó una investigación prospectiva controlada en 30 pacientes. Las muestras tisulares fueron obtenidas de senos enfermos, específicamente mucosa etmoidal. El examen de las 30 muestras detectó evidencias de biofilms en 24 (80%) de los sujetos. En cambio, los controles tenían cilios y células caliciformes de aspecto saludable, sin presencia de biofilms⁵.

Investigaciones efectuadas respecto a cambios de la mucosa en rinosinusitis crónica revelan diferentes grados de denudación, generando superficies con muchas de las características requeridas para la formación de un biofilm, incluyendo: aspereza de la superficie, hidrofobicidad, sodio, calcio, iones férricos, abundante suministro de nutrientes, y temperatura adecuada3,4,38.

El exacto papel de los biofilms bacterianos en RSC aún permanece por aclararse. Se postula que, en la etiología de esta enfermedad, la mutación de las bacterias biofilm -fenotípicamente diferentes de las formas planctónicas- sería de mayor importancia que la resistencia de la matriz del biofilm a la penetración antibiótica. Adicionalmente, debido a esta resistencia al tratamiento, las bacterias biofilm se convertirían en reservorios para el establecimiento de infecciones sinusales crónicas7,39.

ESTRATEGIAS TERAPÉUTICAS FUTURAS

El reconocimiento que el biofilm es responsable de un grupo significativo de enfermedades humanas posibilita la búsqueda de enfoques novedosos para el tratamiento y prevención, como podría ser el inhibir la adhesión mediante la alteración de la superficie. Una alternativa para disminuir la fijación a superficies incluye uso de agentes quelantes, que limitan el hierro, el cual es necesario para la adhesión de los pili de Pseudomonas sp⁴⁰. El xilitol, un alcohol natural del azúcar administrado bajo la forma de jarabe o goma de mascar, ha mostrado una efectividad clínica significativa en prevenir caries y disminuir la incidencia de otitis media en niños, posiblemente vía reducción de mecanismos de adhesión bacteriana⁴¹.

Debido a que la resistencia que presenta el biofilm depende de la agregación de bacterias en comunidades multicelulares, una estrategia puede ser desarrollar terapias que rompan su estructura multicelular. Si la multicelularidad del biofilm es derrotada, las defensas del huésped pueden ser capaces de resolver la infección logrando, de esta manera, restituir la eficacia de los antibióticos. Terapias potenciales incluyen enzimas que disuelvan los polímeros de la matriz, reacciones químicas que bloqueen la síntesis de la matriz del biofilm y el empleo de análogos de proteínas y péptidos señalizadores que interfieran con la comunicación célula-a-célula, indispensables para la formación de un biofilm23,24.

Se ha demostrado que los antibióticos macrólidos parecen inhibir la síntesis de polisacáridos y, de esta manera, degradarían la protección de la superficie del biofilm. Estos antimicrobianos podrían tener un efecto inmunomodulador logrando impedir señales bacterianas. El tratamiento de biofilms con claritromicina reduce la matriz que cubre el biofilm, tanto de P aeruginosa como de S epidermidis, aunque las bacterias mismas sean resistentes al antibiótico10,42.

Finalmente, otras dos estrategias promisorias son cambios en el medioambiente a través de inhibición competitiva por otras bacterias (vgr: estreptococos alfa) o incremento de la tensión de oxígeno (vgr: en pacientes con tubos de timpanos-tomía)⁶.

Se ha identificado una molécula denominada "furanona", producida por el alga Delisea pulcra, con una estructura similar a las acil-homoserina-lactonas. Estas moléculas bloquean el sistema quorum sensing y la consiguiente formación de biofilm. En la actualidad se intenta desarrollar inhibidores de la formación de biofilm basados en derivados de la furanona, ya que esta molécula es extremadamente tóxica⁴³.

BIBLIOGRAFÍA

1. Donlan RM. Biofilms: Microbial life on surfaces. Emerg Infect Dis 2002; 8 (9): 881-90.

2. Thomas JG, Nakaishi LA. Managing the complexity of a dynamic biofilm. J Am DentAssoc 2006; 137(suppl): 10S-15S.

3. Sanclement JA, Webster Pl, Thomas J, Ramadan HH. Bacterial biofilms in surgical specimens of patients with chronic rhinosinusitis. Laryngoscope 2005; 115: 578-82.

4. Ramadan HH, Sanclement, JA, Thomas JG. Chronic rhinosinusitis and biofilms. Otolayngol Head Neck Surg 2005; 132: 414-7.

5. Ramadan HH. Chronic rhinosinusitis and bacterial biofilms. Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg 2006; 14(3): 183-6

6. Scott C, Manning SC. Basics of biofilm in clinical otolaryngology. Ear Nose Throat J 2003; 82 (suppl): 18-20.

7. Sanderson AR, Leid JG, Hunsaker D. Bacterial biofilms on the sinus mucosa of human subjects with chronic rhinosinusitis. Laryngoscope 2006; 116: 1121-6.

8. Chole RA, Faddis BT Anatomical evidence of microbial biofilms in tonsillar tissues: A possible mechanism to explain chronicity Arch Otolaryngol Head Neck Surg 2003; 129: 634-6.

9. Lasa I, del Pozo JL, Penadés JR, Leiva J. Biofilms bacterianos, www.cfnavarra.es/salud/ anales/textos/vol28/n2/

10. Post JC, Stoodley P, Hall-Stoodley L, Ehrlich GD. The role of biofilms in otolaryngologic infections. Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg 2004; 12: 185-90.

11. Anderl JN, Franklin MJ, Stewart PS. Role of antibiotic penetration limitation in Klebsiella pneumoniae biofilm resistance to ampicillin and ciprofloxacin. Antimicrob Agents Chemo-ther 2000; 44: 1818-24.

12. Costerton JW, Stewart PS, Greenberg EP Bacterial biofilms: A common cause of persistent infections. Science 1999; 284: 1318-22.

13. Fergie N, Bayston R, Pearson J, Birchall J. Is otitis media with effusion a biofilm infection? Clin Otolaryngol 2004; 29: 38-46.

14. Characklis WG citado por (1).

15. Costerton JW, Geesey GG, Cheng KJ. How bacteria stick. Sci Am 1978; 238: 86-95.

16. Jones HC, Roth IL, Saunders WM III. Electron microscopic study of a slime layer. J Bacteriol 1969; 99: 316-25.

17. Sutherland IW. Biofilm exopolysaccharides: a strong and sticky framework. Microbiology 2001; 147:3-9.

18. De Beer D, Stoodley P, Roe F et al. Effects of biofilm structure on oxygen distribution and mass transport. Biotechnol Bioeng 1994; 43: 1131-8.

19. Fletcher M. Attachment of Pseudomonas fluo-rescens to glass and influence of electrolytes on bacterium-substratum separation distance. JBacterionmS; 170: 2027-30.

20. Singh P, Schaeffer A, Parsek M et al. Quorum sensing signals indicate that cystic fibrosis lungs are infected with bacterial biofilms. Nature 2000; 401: 762-4.

21. Davies DG, Parsek MR, Pearson JP, Iglewski BH, Costerton JW, Greenberg EP The involvement of cell-to-cell signals in the development of a bacterial biofilm. Science 1998; 280: 295-8.

22. Potera C. Forging a link between biofilms and disease. Science 1999; 283: 1837-9.

23. Colon-González MT, Membrillo-Hernández J. Comunicación entre bacterias. http://www. microbiologia.org.mx/ microbiosenlinea / CA-PITULO_04/Capitulo04.pdf

24. Stewart PS, Costerton JW. Antibiotic resistance of bacteria in biofilms. Lancet2001; 358: 135-8.

25. Costerton JW. Cystic fibrosis pathogenesis and the role of biofilms in persistent infection. Trends Microbiol 2001; 9: 50-2.

26. Feldman C, Kassel M, Cantrell J et al. The presence and sequence of endotracheal tube colonization in patients undergoing mechanical ventilation. Eur Respir J1999; 13: 546-51.

27. Sottile FD, Marrie TJ, Prough DS et al. Nosocomial pulmonary infection: Possible etio-logic significance of bacterial adhesion to endotracheal tubes. Crit Care Med 1986; 14: 265-70.

28. Loesche WJ. Chemotherapy of dental plaque infections. Oral Sci Rev 1976; 9: 65-107.

29. Chole RA, Faddis BT Evidence for microbial biofilms in cholesteatomas. Arch Otolaryngol Head Neck Surg 2002; 128: 1129-33.

30. Rayner MG, Zhang Y, Gorry MC, Chen Y, Post JC, Ehrlich GD. Evidence of bacterial metabolic activity in culture-negative otitis media with effusion. JAMA 1998; 279: 296-9.

31. Ehrlich GD, Veeh R, Wang X et al. Mucosal biofilm formation on middle-ear mucosa in the chinchilla model of otitis media. JAMA 2002; 287: 1710-5.

32. Post JC. Direct evidence of bacterial biofilms in otitis media. Laryngoscope 2001; 111: 2083-94.

33. Pawlowski KS, Wawro D, Roland PS. Bacterial biofilm formation on a human cochlear implant. Otol Neurotol 2005; 26: 972-5.

34. Saidi IS, Biedlingmaier JF, Whelan P. In vivo resistance to bacterial biofilm formation on tympanostomy tubes as a function of tube material. Otolaryngol Head Neck Surg 1999; 120:621-7.

35. Biedlingmaier JF, Samaranayake R, Whelan P. Resistance to biofilm formation on otologic implant materials. Otolaryngol Head Neck Surg 1998; 118:444-51.

36. Hall-Stoodley L, Ze Hu F, Gieseke A, Nistico L et al. Direct detection of bacterial biofilms on the middle-ear mucosa of children with chronic otitis media. JAMA 2006; 296: 202-11.

37. Cryer J, Schipor I, Perloff JR, Palmer JN. Evidence of bacterial biofilms in human chronic sinusitis. ORL J Otorhinolaryngol Relat Spec 2004; 66: 155-8.

38 Biedlingmaier JF, Trifillis A. Comparison of CT scan and electron microscopic findings on endoscopically harvested middle turbina-tes. Otolaryngol Head Neck Surg 1998; 118: 165-73.

39. Chan J, Hadley J. The microbiology of chronic rhinosinusitis: Results of a community surveillance study. Ear Nose Throat J 20OV, 80:143-5.

40. Singh PK, Parsek MR, Greenberg EP, Welsh MJ. A component of innate immunity prevents bacterial biofilm development. Nature 2002; 417: 552-5.

41. Uhari M, Kontiokari T, Niemela M. A novel use of xylitol sugar in preventing acute otitis media. Pediatrics 1998; 102 (Pt 1): 879-84.

42. Yasuda H, Aiiki Y, Koga T, et al. Interaction between biofilms formed by Pseudomonas aeruginosa and clarithromycin. Antimicrob Agents Chemother 1993; 37: 1749-55.

43. Hentzer M, Riedel K, Rasmussen TB et al. Inhibition of quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa biofilm bacteria by a halogenated furanone compound. Microbiology 2002; 148 (Pt 1): 87-102.

# data[].attributes.attachment_link.description
Rev. Otorrinolaringol. Cir. Cabeza Cuello 2007; 67: 61-72

# data[].attributes.headline
Microbial biofilms and human disease:A concise review

# data[].attributes.subject
Microbial biofilms and human disease:A concise review

# data[].attributes.body
https://www.youtube.com/watch?v=u7IQQSHL8OQ

# data[].attributes.headline
Componentes y funciones de la matriz de los biofilms bacterianos

# data[].attributes.subject
Componentes y funciones de la matriz de los biofilms bacterianos

# data[].attributes.body
https://www.betelgeux.es/blog/2015/03/10/componentes-y-funciones-de-la-matriz-de-los-biofilms-bacterianos/

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
Una de las mayores preocupaciones en materia de higiene en la industria alimentaria es la formación de biofilms bacterianos. Los biofilms son agrupaciones de microorganismos que se acumulan en una interfase sólido-líquido y que se encuentran rodeados de una matriz mucilaginosa[1]. La matriz del biofilm es el material extracelular, producido en su mayoría por los propios microorganismos, en el que se encuentran embebidas las células del biofilm y consiste en un conglomerado de diferentes tipos de biopolímeros - conocidos como Sustancias Poliméricas Extracelulares (EPS) - que forman el soporte para la estructura tridimensional del biofilm. La formación de biofilms permite a las células una forma de vida completamente diferente del estado planctónico, protegiéndolas de entornos adversos y facilitando su supervivencia.

La formación de biofilms sobre las superficies sigue un proceso secuencial representado en la Figura 1, y que se inicia con la adhesión de células a la superficie. Esto da lugar a la formación de microcolonias, que induce a las células agrupadas a cambios fenotípicos mediante los cuales dichas células se adaptan al nuevo entorno y comienzan a producir EPS para formar la matriz del biofilm y hacerlo crecer. El biofilm maduro presenta una estructura que se extiende perpendicularmente a la superficie, muchas veces con forma de champiñón, y que presenta canales por los que puede circular el agua.

Figura 1. Etapas de la formación de un biofilm maduro sobre una superficie.

La matriz del biofilm retiene a las células y las mantiene próximas entre sí, permitiendo un elevado grado de interacción, incluida la comunicación intercelular y la formación de microconsorcios sinergísticos. La matriz protege además a los organismos frente a la desecación, oxidantes, biocidas, algunos antibióticos y cationes metálicos, radiación ultravioleta y defensas inmunes. Sin embargo, las células del biofilm no están completamente inmovilizadas, sino que pueden moverse en el interior del biofilm y desprenderse del mismo.

Existe una gran variedad de EPS que pueden formar la matriz de biofilms, dependiendo de los microorganismos presentes, las fuerzas de cizalla experimentadas durante su formación, la temperatura y la disponibilidad de nutrientes. En general, los componentes mayoritarios de la matriz del biofilm son agua, polisacáridos, proteínas, ácidos nucleicos, lípidos y otros biopolímeros. La Figura 2 representa de forma esquemática la variedad de EPS que conforman la matriz del biofilm y cómo éstas se distribuyen entre las células del mismo.

Figura 2. Representación de la distribución de los componentes mayoritarios de la matriz del biofilm (polisacáridos, proteínas y ADN) entre las células que habitan el biofilm .

La estructura del biofilm está influenciada por las EPS que conforman su matriz, así como por otros muchos factores, como las condiciones hidrodinámicas, concentración de nutrientes, movilidad bacteriana y comunicación intercelular y los iones metálicos que puedan existir en el medio.

A continuación se describen algunos de los componentes mayoritarios de la matriz del biofilm:

Exopolisacáridos

Los polisacáridos constituyen una fracción mayoritaria de la matriz extracelular, y aparecen de forma ubicua en biofilms formados en distintos entornos: agua salada, agua dulce, suelos, infecciones en humanos, cultivos de laboratorio, etc. La mayoría son moléculas largas, lineales o ramificadas, con masa molecular alrededor de 10 6 D[3] y consisten en una mezcla de azúcares neutros y cargados, de forma que son heteropolisacáridos. Pueden contener además sustituyentes orgánicos o inorgánicos que afectan de forma significativa a sus propiedades físicas y biológicas. Por ejemplo, uno de los exopolisacáridos más habituales es el alginato, constituido por los ácidos D-manúrico y L-gulurónico y producido en biofilms de Pseudomona aeruginosa, uno de los modelos de biofilm más estudiados[4].

Los exopolisacáridos cumplen diversas funciones esenciales para la formación de biofilms, generalmente asociadas a su adhesión a superficies y al mantenimiento de la integridad estructural. Su naturaleza química puede variar en función de los microorganismos que los producen, aunque los exopolisacáridos encontrados en la matriz del biofilm no necesariamente reflejan la distribución microbiana del biofilm, debido a que en biofilms de especies mixtas pueden alojarse células incapaces de producir exopolisacáridos[5].

Proteínas extracelulares

Las proteínas presentes en la matriz extracelular poseen funciones que permiten el crecimiento del biofilm y la supervivencia de las células alojadas mediante el acceso a nutrientes o la regulación de la integridad y la estabilidad del biofilm.

La matriz del biofilm contiene diversas enzimas extracelulares, generalmente asociadas a exopolisacáridos, muchas de las cuales están implicadas en la degradación de biopolímeros. La presencia de enzimas que degradan componentes de la matrix extracelular convierte a dicha matriz en un sistema digestivo externo que degrada biopolímeros a productos de baja masa molecular que pueden ser asimilados y utilizados como fuentes de energía y carbono. Por ejemplo, la degradación de los exopolisacáridos se debe fundamentalmente a hidrolasas y liasas. Estas enzimas pueden actuar sobre EPS producidas por la misma bacteria que produce el enzima o sobre EPS procedente de otras especies. Asimismo, la degradación de EPS estructurales cumple una función importante en el desarrollo del biofilm, ya que permite la dispersión de células sésiles de biofilms, lo que permite la formación de nuevos biofilms. Esta dispersión ocurre como respuesta a cambios ambientales tales como escasez de nutrientes o disponibilidad súbita de nutrientes.

Adicionalmente, otras enzimas pueden incluso degradar las superficies que alojan el biofilm, como es el caso de enzimas redox que contribuyen a la corrosión microbiana[6].

Las proteínas no enzimáticas de la matriz, tales como las asociadas a las paredes celulares o las lectinas (proteínas de unión de carbohidratos), están implicadas en la formación y estabilización de la red de polisacáridos de la matriz y constituyen un enlace entre la superficie bacteriana y las EPS extracelulares. Estas proteínas promueven la formación de biofilms en diversas especies bacterianas y juegan papeles como la adhesión a superficies inanimadas y células huésped[7].

Finalmente, los apéndices proteicos, tales como pili, fimbrias y flagelos, pueden también actuar como elementos estructurales mediante su interacción con otras EPS de la matriz del biofilm.

ADN extracelular

El ADN extracelular (eADN) constituye una parte integral de la matriz del biofilm y de su modo de vida[8]. Por ejemplo, se ha comprobado que el eADN es un componente mayoritario en la matriz de biofilms de P. aeruginosa, donde actúa como conector intercelular, y de hecho la presencia de DNAasa inhibe la formación de dichos biofilms[9]. En biofilms de otras especies, eADN actúa como adhesivo o incluso como antimicrobiano, causando lisis celular mediante la quelación de cationes que estabilizan lipopolisacáridos y la membrana externa bacteriana.

Tensioactivos y lípidos

A diferencia de polisacáridos, proteínas y ADN, que son moléculas hidrofílicas, existen en la matriz del biofilm otras EPS con propiedades hidrofóbicas. Este carácter hidrofóbico ha sido asociado a sustituyentes metilo y acetilo en polisacáridos o a lípidos, que son cruciales para la adherencia de las bacterias a superficies hidrófobas.

Además, otras EPS con capacidad tensioactiva, como surfactina, viscosina y emulsan, pueden dispersar sustancias hidrofóbicas y facilitar su disponibilidad. Los biotensioactivos han sido identificados como factores que promueven la formación inicial de microcolonias, facilitando la migración de bacterias asociadas a la superficie y la formación de estructuras con forma de champiñón, previniendo la colonización de canales y contribuyendo a la dispersión del biofilm.

Agua

El componente mayoritario de la matriz del biofilm es agua. La matriz exopolimérica proporciona un entorno altamente hidratado que pierde agua más lentamente que su entorno y por lo tanto protege a las células del biofilm frente a fluctuaciones en el potencial de agua. Las bacterias responden de forma activa a la desecación produciendo EPS[10]. Además, la matriz exopolimérica puede actuar como un filtro molecular, reteniendo cationes, aniones, componentes apolares y partículas en la fase acuosa. Las EPS contienen regiones apolares, grupos con potencial para la formación de puentes de hidrógeno, grupos aniónicos (en ácidos urónicos y proteínas) y grupos catiónicos (en amino azúcares).

EPS y las propiedades mecánicas del biofilm

En general, los biofilms muestran propiedades viscoelásticas. Pueden experimentar tanto respuestas elásticas reversibles como deformaciones irreversibles, dependiendo en las fuerzas que actúan sobre la matriz exopolimérica. Este hecho sugiere que existen puntos de unión fluctuantes entre componentes EPS que permanecen unidos mediante interacciones físico químicas débiles como puentes de hidrógeno, fuerzas de van der Waals e interacciones electrostáticas (ver Figura 2). El entrecruzamiento de biopolímeros contribuye a la estabilidad de la matriz[11]. Asimismo, la interacción de iones inorgánicos multivalentes con EPS puede influir de forma significativa en las propiedades mecánicas de los biofilms. Por ejemplo, la presencia de Ca ²⁺ incrementa la estabilidad mecánica de los biofilms de Pseudomonas aeruginosa, debido al entrecruzamiento de moléculas polianiónicas de alginato[9].

En conclusión, la matriz del biofilm bacteriano es un entorno extremadamente complejo que posibilita a las células alojadas una forma de vida completamente diferente a la del estado planctónico. Las sustancias exopoliméricas (EPS) son esenciales para la formación de biofilms y su variedad proporciona diversas funciones que posibilitan la supervivencia de las células en el biofilm frente a agresiones externas y su expansión. La complejidad de la matriz del biofilm y el nivel de protección que esta forma de vida proporciona a los microorganismos hacen que su formación suponga un importante riesgo para la seguridad de los alimentos y que el control de biofilms requiera de la aplicación de procedimientos de higiene específicos y el uso de herramientas especializadas.

Bibliografía

[3] Wingender J., Strathmann M., Rode A., Leis A., Flemming H.C. (2001) Isolation and biochemical characterization of extracellular polymeric substances from Pseudomonas aeruginosa. Methods in Enzymology 336, 302-314.

[4] Ryder C., Byrd M., Wozniak D.J. (2007) Role of exopolysaccharides in Pseudomonas aeruginosa biofilm development. Current Opinion in Microbiology 10, 644-648.

[8] Wingender J., Neu T., Flemming H.C. (1999) En Microbial Extracellular Polymeric Substances 1-19 (Springer, Heidelberg).

[10] Roberson E.B., Firestone M.K. (1992) Relationship between dessication and exopolysaccharide production in a soil Pseudomonas sp. Applied Environmental Microbiology 58, 1284-1291.

[11] Körstgens V., Flemming H.C., Wingender J., Borchard W. (2001) Influence of calcium ions on the mechanical properties of a model biofilm of mucoid Pseudomonas aeruginosa. Water Science and Technology 43, 49-57.

# data[].attributes.attachment_link.title
Componentes y funciones de la matriz de los biofilms bacterianos

# data[].attributes.attachment_link.description
Una de las mayores preocupaciones en materia de higiene en la industria alimentaria es la formación de biofilms bacterianos. Los biofilms son agrupaciones de microorganismos que se acumulan en una interfase sólido-líquido y que se encuentran rodeados de una matriz mucilaginosa[1].

# data[].attributes.headline
Resistencia a los antimicrobianos en biopelículas: exploración de las actinobacterias marinas como fuente potencial de antibióticos e inhibidores de biopelículas

# data[].attributes.subject
Resistencia a los antimicrobianos en biopelículas: exploración de las actinobacterias marinas como fuente potencial de antibióticos e inhibidores de biopelículas

# data[].attributes.body
https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2215017X21000291

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
Highlights

*

Biofilms impart widespread antimicrobial tolerance and resistance.

*

Sustained mining of novel antimicrobials from marine actinobacteria is a dire need.

*

Inhibitors are requisite to combat biofilm recalcitrance towards antibiotics.

Abstract

Antimicrobial resistance (AMR) is one of the serious global public health threats that require immediate action. With the emergence of new resistance mechanisms in infection-causing microorganisms such as bacteria, fungi, and viruses, AMR threatens the effective prevention and treatment of diseases caused by them. This has resulted in prolonged illness, disability, and death. It has been predicted that AMR will lead to over ten million deaths by 2050. The rapid spread of multidrug-resistant bacteria is also causing old antibiotics to become ineffective. Among the diverse factors contributing to AMR, intrinsic biofilm development has been highlighted as an essential contributing facet. Moreover, biofilm-derived antibiotic tolerance leads to serious recurrent chronic infections. Therefore, the discovery of novel bioactive molecules is a potential solution that can help combat AMR. To achieve this, sustained mining of novel antimicrobial leads from actinobacteria, particularly marine actinobacteria, can be a promising strategy. Given their vast diversity and different habitats, the extraordinary capacity of actinobacteria can be tapped to synthesize new antibiotics or bioactive molecules for biofilm inhibition. Advanced screening strategies and novel approaches in the field of modern biochemical and molecular biology can be used to detect such new compounds. In view of this, the present review focuses on understanding some of the recent strategies to inhibit biofilm formation and explores the potential role of marine actinobacteria as sources of novel antibiotics and biofilm inhibitor molecules.

# data[].attributes.attachment_link.title
Antimicrobial resistance in biofilms: Exploring marine actinobacteria as a potential source of antibiotics and biofilm inhibitors

# data[].attributes.attachment_link.description
Biofilms impart widespread antimicrobial tolerance and resistance. * Sustained mining of novel antimicrobials from marine actinobacteria is a dire need. * Inhibitors are requisite to combat biofilm recalcitrance towards antibiotics. Antimicrobial resistance (AMR) is one of the serious global public health threats that require immediate action.

# data[].attributes.body
https://scielo.isciii.es/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1137-66272005000300002

# data[].attributes.attachment_link.readable_text
ERROR AL ACCEDER AL RECURSO

Se ha producido un error al intentar acceder al recurso

Si el problema se debe a que no encontró la información que buscaba, pongase en contacto con la Oficina de Información al ciudadano , indicando la información que está buscando

Si desea realizar una consulta sobre la convocatoria de ayudas y subvenciones de la Accion estrategica en salud, busque el contacto en esta pagina

Si el error se produjo al acceder a una aplicación , póngase en contacto con Atención al Usuario , indicando:
- La aplicación a la que está accediendo: scielo.isciii.es/scielo.php.
- La operación que está intentando realizar.
- El sistema operativo y el navegador que está utilizando.
- Su dirección IP de origen: 35.188.184.44
- El siguiente código de error: 20000051

# data[].attributes.body
http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1025-02552020000400001