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Medio de cultivo utilizado para diferenciar microorganismos, especialmente Salmonella spp., basado en la descarboxilación y desaminación de la lisina y en la producción de ácido sulfhídrico.

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Es utilizado para la identificación de enterobacterias. Debido a la capacidad que tienen estos microorganismos para reducir los nitratos a nitrito.

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El agar Hierro Lisina se utiliza para la rápida diferenciación de Enterobacteriaceae, especialmente Salmonella arizonae, sobre la base de la descarboxilación y desaminación de la lisina, y la producción de H2S. Este medio es muy útil para la rápida diferenciación de Salmonella arizonae de Citrobacter y Proteus spp.

En el medio de cultivo, la peptona y el extracto de levadura aportan los nutrientes para el desarrollo bacteriano. La glucosa es el hidrato de carbono fermentable y la lisina es el sustrato utilizado para detectar la presencia de las enzimas decarboxilasa y deaminasa. El citrato de hierro y amonio y el tiosulfato de sodio son los indicadores de la producción de ácido sulfhídrico. El purpura de bromocresol, es el indicador de pH (su color es amarillo a pH igual o menor a 5.2 y  violeta a pH igual o mayor a 6.8) y el agar es el agente solidificante.

Los microorganismos fermentadores de glucosa acidifican el medio y provocan el viraje del color púrpura al amarillo. El ambiente ácido favorece la actividad enzimática decarboxilasa y se metaboliza la lisina a cadaverina elevando el pH del medio de cultivo y tornándolo al color púrpura o violeta.

Los microorganismos fermentadores de glucosa que no tienen actividad lisina decarboxilasa, producen un viraje de la totalidad del medio de cultivo al color amarillo. A las 24 horas de incubación se observa el fondo del tubo color amarillo y la superficie de color violeta debido al consumo de las peptonas que producen alcalinidad.

La generación de sulfuro de hidrógeno, se visualiza por el ennegrecimiento del medio debido a la formación de sulfuro de hierro. Las cepas de los géneros Proteus, Providencia y algunas de Morganella, desaminan la lisina. Esto produce un ácido alfa-ceto-carbónico, el cual con la sal de hierro y bajo la influencia del oxígeno forma un color rojizo en la superficie del medio.

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El caldo de nitrato es útil en la identificación de microorganismos aerobios y anaerobios facultativos gram negativos. Algunas bacterias, como el grupo Enterobacteriaceae, son capaces de usar nitrato como su aceptor de electrones terminal.
La presencia de nitritos en el medio de prueba se detecta al agregar el reactivo A (alfa naftilamina) y B (ácido sulfanilico) en igual proporción, estos detectan los nitritos con formación de un colorante rojo intenso de diazonio, (para sulfobencenoazo alfa naftilamina) después de 1 a 2 minutos, lo cuál indica que los nitratos fueron reducidos a nitritos (reacción positiva).

Debido a que los reactivos sólo detectan nitritos, es necesario agregar una pequeña cantidad de polvo de Zinc a todas las reacciones negativas incoloras para confirmar que son verdaderamente negativas, donde los iones Zinc reducen a los nitratos en nitritos  el viraje se observa a un color rojo después de 5-10 minutos.

Si no se observa color después del agregado de los reactivos de prueba, indica que no se han reducido nitratos a nitritos (reacción negativa) o que han sido reducidos a productos diferentes a los nitritos como el amoniaco (NH3), nitrógeno molecular (N2)-desnitrificación-, óxido nítrico (NO), óxido nitroso (N2O) e hidroxilamina.

La reducción de nitratos a gas nitrógeno y óxido nitroso es llamada desnitrificación. En este medio la formación de N2(g) se detecta por la presencia de burbujas de gas en la parte superior del tubo de Durham colorado en forma invertida, lo cuál es considerado como una reacción positiva.

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ROJO DE METILO: Detecta la fermentación ácido-mixta. Se utiliza para identificar microorganismos que producen grandes cantidades de ácidos (acético, fórmico, láctico etc.), relativamente fuertes a partir de la glucosa y bajan el pH del medio hasta 4-5. Dicho cambio de pH se detecta añadiendo un indicador (rojo de metilo) al cultivo. Se utiliza para caracterizar bacterias entéricas como Escherichia coli.
VOGES-PROSKAUER: Detecta la fermentación butilén glicólica. Esta fermentación la realizan las bacterias del grupo Klebsiella-Enterobacter. Los productos finales son compuestos neutros como el butanodiol y el etanol, produciéndose acetoína como intermediario que es detectada añadiendo al medio KOH y α-naftol que reaccionarán con este compuesto produciendo un color rojo característico.

# data[].attributes.body
Sus siglas describen cada uno de los parámetros que se pueden observar evaluar y determinar en este medio, los cuales son: Motilidad, producción de Indol y actividad de la enzima Ornitina descarboxilasa.

Ampliamente utilizado para la diferenciación del grupo de  Enterobacterias.

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Entre las enterobacterias estas caracteristicas se dan en los siguientes géneros: 

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Entre las enterobacterias estas caracteristicas se dan en los siguientes géneros: 

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Enterobacter, Klebsiella, Serratia , Citrobacter y algunas especies de Salmonella.

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El agar fenilalanina desaminasa (PAD, por sus siglas en inglés)

# data[].attributes.subject
El agar fenilalanina desaminasa (PAD, por sus siglas en inglés)

# data[].attributes.body
se utiliza para detectar la capacidad de un organismo para desaminar la fenilalanina. Una reacción positiva es la más útil para distinguir  Proteus, Providencia y Morganella spp de otros miembros de la familia Enterobacteriaceae. Esta prueba también se puede utilizar para distinguir organismos Moraxella fenilpiruvato-positivos de otras Moraxella spp. El agar PAD incluye fenilalanina, extracto de levadura, una fuente de nitrógeno y carbono, diversas sales y agar (agente solidificante). El agar inclinado del PAD se inocula abundantemente con el organismo de ensayo y se incuba a 35ºC por 18 a 24 horas. Al final del periodo de incubación, se agregan unas pocas gotas de FeCl3 al tubo de manera que se escurran hacia abajo por el medio. Si un organismo produce fenilalanina desaminasa, convierte la fenilalanina en ácido fenilpirúvico. Este ácido reacciona con el reactivo cloruro ferrico añadido para formar un complejo verde oscuro.La aparición inmediata de un agar inclinado de color verde con la adición del reactivo cloruro férrico es una reacción positiva, ningún cambio de color con la adición de reactivo es una reacción negativa.

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MOTILIDAD: El medio MIO contiene baja concentración de agar bacteriológico, lo cual le otorga la propiedad al medio de ser semisolido, condición necesaria para evaluar la movilidad, es decir si una bacteria es móvil (presencia de flagelos que la ayudan a desplazarse) o inmóvil, lo cual ayuda en la diferenciación entre géneros y especies. Esto se evidencia con el enturbiamiento del medio o por el crecimiento que difunde mas allá de la linea de inoculacion.

DESCARBOXILACION DE LA ORNITINA: Determina la capacidad enzimática del microorganismo de descarboxilar un aminoácido para formar una amina con la resultante alcalinidad, una vez que se descarboxila el aminoácido se produce diamina putescina, alcalinizando el medio y el indicador (purpura de bromocresol) vire a purpura , el microorganismo sin presencia de la enzima, hace que  disminuya el pH (ácido) y vire de color amarillo .

PRODUCCIÓN DE INDOL: Determinar la capacidad de un microorganismo para separar indol a partir de triptofano. El triptofano es un aminoácido que es sustrato para la enzima triptofanasa y este puede ser oxidado por ciertas bacterias para formar 3 metabolismos indolicos principales, esto puede ser revelado con el reactivo de Kovac´s formando un compuesto de color rojo.

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Reacción general de la descarboxilacion de la ornitina.

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Reacción general de la producción de indol.

# data[].attributes.body
A partir de un cultivo puro del microorganismo en estudio, toque la superficie de una colonia reciente (18 a 24 hrs), recogiendo un inoculo medio, sembrar por punción profunda utilizando aguja de inoculacion.

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MIO - Motilidade Indol Ornitina (online-video-cutter.com) (1)

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Ejemplos de Motilidad positiva y negativa en medio MIO

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MOTILIDAD
Resultado Positivo (+): presencia de turbidez o  crecimiento mas allá de la linea de siembra.
Resultado Negativo (-): crecimiento solamente en la linea de siembra.

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Ejemplo de resultado positivo y negativo en la prueba de indol.

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Agregar al medio 3-5 gotas de reactivo de Kovac´s y agitar cuidadosamente.
Resultado Positivo (+): producción de un compuesto de color rojo fucsia. Cualquier indicio de color es considerado positivo.
Resultado Negativo (-): el color del reactivo revelador permanece incoloro-amarillento.

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Ejemplos de resultados positivo y negativo de la ornitina.

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Resultados: DESCARBOXILACION DE LA ORNITINA

# data[].attributes.subject
Resultados: DESCARBOXILACION DE LA ORNITINA

# data[].attributes.body
DESCARBOXILACION DE LA ORNITINA
Resultado Positivo (+): se verifica como alcalinización del medio de cultivo con un viraje hacia el púrpura.
Resultado Negativo (-): se observa acidificación con viraje hacia el amarillo, a veces se puede desarrollar un color violáceo.

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Indicador, reactivos y cantidades del medio MIO

# data[].attributes.body
INCUBACIÓN:
En aerobiosis, a 35-37 °C durante 18-24 hrs
LECTURAS DE RESULTADOS:
Una vez completado el período de incubación, observar el desarrollo microbiano a lo largo de la picadura de inoculación, y el viraje de pH por alcalinización (púrpura) o acidificación (amarillo).  Observe  motilidad  y actividad  de  la  ornitina  decarboxilasa,  y  luego  realice  la  prueba del Indol.

# data[].attributes.body
ROJO DE METILO:

1. Inocular por difusión el caldo RM-VP con el microorganismo indicado por el asesor. La inoculación debe hacerse con un inóculo liviano.

2. Incubar el tubo a 35°C durante 48-72 horas mínimo.

3. Después de la incubación agregar 5 gotas de indicador rojo de metilo.

4. Si la reacción es negativa, continúe incubando durante otros tres días y agregue un poco más de rojo de metilo.

VOGES-PROSKAUER:

1. Inocular por difusión el caldo RM-VP con el microorganismo indicado por el asesor.

2. Incubar el tubo a 35°C durante 24-48 horas.

3. Después de la incubación agregar 0.6 mL de la solución α-Naftol al 5%

4. Agregue 0.2 mL de la solución de KOH al 40%

5. Agitar el tubo cuidadosamente para exponer el medio al oxígeno atmosférico a fin de oxidar la acetoína y obtener una reacción de color.

6. Deje reposar el tubo durante 10-15 minutos antes de intentar la interpretación de color.

# data[].attributes.body
PRUEBA DE ROJO DE METILO: Una coloración roja, indicadora de la presencia de ácidos provenientes de la fermentación de la glucosa, lo cual constituye un resultado positivo, una coloración amarilla constituye una reacción negativa.

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VOGES-PROSKAUER: Un color rosado constituye una reacción positiva indicadora de la presencia de acetoína, producto de la fermentación de la glucosa.

# data[].attributes.body
PRUEBA ROJO DE METILO:

Cepas positivas: Escherichia coli y especies de Yersinia sp.

Cepas negativas: Enterobacter aerogenes, Enterobacter cloacae y Klebsiella sp.

PRUEBA DE VOGES PROSKAUER:

Cepas positivas: Klebsiella pneumoniae y Yersinia enterocolítica.

Cepas negativas: Escherichia coli y K. ozaenae.

# data[].attributes.body
Reacciones de Voges Proskauer

# data[].attributes.body
PRUEBA ROJO DE METILO:

No debe agregarse mucho indicador pues esto puede variar la intensidad del rojo que se observa

VOGES PROSKAUER:

No leer resultados antes de 15 minutos pues podría dar falsos positivos.

Agregar los reactivos en el orden adecuado pues de ello depende que se de la reacción final.

# data[].attributes.body
Determinar
la capacidad de un MO para fermentar (degradar) un hidrato de carbono
específico incorporado en un medio basal y producir ácido o ácido con gas
visible.

# data[].attributes.body
La fermentación es un proceso metabólico de óxido-reducción que ocurre en un medio ambiente anaerobio y, en lugar de oxígeno, un sustrato orgánico sirve como el aceptor final de hidrógeno (electrones). Algunas bacterias pueden fermentar la glucosa en anaerobiosis y otras la oxidan
Consistencia e inoculación
Inocular por difusión a cada uno de los caldos.
Inóculo denso

# data[].attributes.body
Gutiérrez AL, Arellano BE, Gutiérrez C, Escalera E, Romero, GA, Saucedo J, González JO, Zamudio MDLM, Martínez MG, Ortiz M y Flores Y. Manual de Microbiología General l. 1ª ed. México; 2020.

De La Catalasa P. Pruebas bioquímicas de identificación de bacterias [Internet]. Ulpgc.es. [citado el 15 de abril de 2022]. Disponible en: https://www2.ulpgc.es/hege/almacen/download/35/35729/pruebas_bioquimicas_de_identificacion_de_bacterias.pdf

ROJO DE METILO Y VOGES PROSKAUER [Internet]. Ucv.ve. [citado el 15 de abril de 2022]. Disponible en: http://www.ucv.ve/fileadmin/user_upload/facultad_farmacia/catedraMicro/proskauer.pdf

Pruebas del IMViC [Internet]. Ugr.es. [citado el 15 de abril de 2022]. Disponible en: https://www.ugr.es/~pomif/pom-bac/pb-v/pb-v-3-imvic.htm

# data[].attributes.body
Agar almidón
Ayuda a la diferenciación de especies entre varios géneros de *microorganismos aerobios: especies de Bacillus y Streptococcus.
*microorganismos anaerobios:
Clostridium butyrium (+), C. fallax(+), C. perfringens y C. sphenoides.

Fundamento:
El almidón es un polisacárido, un producto de condensación de muchos monómeros de un único tipo de monosacárido, alfa-D-glucosa, que forma un polímero de muchas unidades unidas por puentes de alfa-glucosídicos.

Medio de cultivo empleado: medio para almidón
A. Medio adecuado para el tipo de microorganismos a ser aprobado
1. Caldo
2. Agar en placas o en pico de flauta
B. Ingredientes; pH 7. 2
1. Medio basal

Peptona 5g

Extracto de carne 3g

Cloruro de sodio 5g

Agar (omitir en el caso de medios líquidos) 20g

Agua desionizada 1000 mL

Productos comerciales disponibles

a) BBL
1. Agar caldo infusión.
2. Agar caldo de Mueller-Hinton.
b) Difco
1. Agar infusión de corazón.
2. Agar/caldo de Muller-Hinton.

3. Proteosa agar N°. 3: 2% Proteosa para 1% de almidón.
4. Agar base sangre triptosa.

C. Método de preparación
1. Pesar la cantidad con precisión según las directivas del rótulo; los productos de las diferentes compañías pueden presentar leves variaciones.
2. Rehidratar el medio basal en 500 mL de agua destilada o desmineralizada.
3. Calentar con suavidad la solución.
4. Disolver 20g de almidón (0.2%)en 250 mL de agua destilada o desmineralizada.
a. El almidón nativo es levemente soluble en agua.
b. Un suplemento termolábil
c.  Con cuidado, llevar hasta el punto de ebullición; no hervir en exceso, ya que el sobrecalentamiento puede hidrolizar el almidón.
5. Combinar (pasos 2 y 4) y mezclar bien por suave rotación del frasco.
6. Llevar el volumen a 1 L.
7. Corregir el pH, si es necesario.
E. Método de esterilización:
Atoclave,121°C, 15 lb, 15 min.
F. De manera aséptica, fraccionar en tubos con tapa a rosca (16x125min).
1. 15 a 20 ml por tubo.
2. Agara en pico de flauta: dejar que el medio solidifique en posición inclinada.
3. Medio agar en placa.
a. Fraccionar en tubos para la conservación; no necesita tubos en pico de flauta.
1. Antes del uso, difundir la cantidad de tubos necesarios en un baño de agua en ebullición.
2. Verter en placas Petri individuales.
3. Dejar que se enfríen antes de la inoculación.
b. Si las placas de agar con almidón así se preparan se refrigeran, el medio  se torna opaco.
G. Enfriar antes de usar, ajustar las tapas y refrigerar para la conservación (4-10°C)
H. Inoculación
1. Crecimiento proveniente de un cultivo puro de 18 a 24 h.
2. Medio en tubos en pico de flauta: siembra por estría.
3. Medio de agar en placa: pueden ser aprobados diversos cultivos en un misma placa de agar.
a. Una única placa de agar con almidón puede dividirse en cuatro cuadrantes para realizar las determinaciones por separado.
I. Incubación
1. 35°C, 18-24 h, 48h o hasta que ocurra suficiente desarrollo.
2. 20°C: 5 días
J. Agregar reactivo directamente al tubo a la placa incubados antes de realizar la interpretación; registrar los resultados de inmediato.

Interpretación

Positivo

1. MEDIOS

a. Caldo: ausencia de color en todo el medio; el medio permanece incoloro o presenta un leve tinte amarillo debido al color del reactivo de yodo.
b. Placas/tubos en pico de flauta: medio de color púrpura-azul con un área incolora (zona de hidrólisis) alrededor del crecimiento.
2. AUSENCIA RELATIVA DE ALMIDÓN; aún puede haber presentes 6 o menos unidades de glucosa.
3. ALMIDÓN COMPLETAMENTE hidrolizado a glucosa con ácidos.

Hidrólisis parcial

1. El color observado puede dar una estimación grosera de la magnitud de la hidrólisis; violeta a rojo-castaño.
2. Color rojo transitorio
a. Presencia de 18 a 12 unidades de glucosa.
b. Eritrodextrinas
3. Continuar la incubación y realizar una nueva prueba; el hecho de inundar las placas con el reactivo de yodo no contamina la placa y este puede ser reincubada y probada de nuevo con posterioridad si es necesario.

Negativo

1. Medios
a. Caldo: color azul en todo el medio.
b. Placas y tubos en pico de flauta : medio color púrpura - azul en el crecimiento (alrededor del mismo).
2. Presencia de almidón; más de 30 unidades de glucosa presentes.
3. Almidón no hidrolizado; la mayoría aún presente.
4. El color azul puede aclararse después de un período corto de tiempo; interpretar los resultados de la prueba inmediatamente después de agregar el reactivo de yodo.

# data[].attributes.body
1. Yodo acuoso de Gram
Ingredientes:

Yodo en cristales 1g

Yoduro de potasio 2g

Agua destilada 300 mL

Método de preparación:
1. Moler la sustancia sólida en un mortero en alrededor de 20 ml de agua destilada.
2. Agregar el resto del agua, enjuagando el mortero con opciones más pequeñas de agua hasta que se alcance el volumen requerido y agitar el frasco hasta la disolución.
3. Filtra y distribuir en fracos oscuros de farmacia, con una capacidad de 150 mL.

2. Yodo acuoso de Lugol
Ingredientes:

Yodo en cristales 1g

Yoduro de potasio 2g

Agua destilada 300 mL

Método de preparación:
1. Solución Stock
a. Disolver KI en agua destilada.
b. Agregar los cristales de I2 de a poco y agitar hasta su disolución.
c. Filtrar en botellas oscuras con tapas herméticas.

SOLUCIÓN DE TRABAJO
1. Diluir 1:5 con agua destilada.
2. Filtrar y distribuir en frascos oscuros de farmacia, con una capacidad de 150 mL.
3. Preparar soluciones frescas cada tres semanas.

CUALQUIERA DE LOS REACTIVOS ES UNA SOLUCIÓN DE COLOR AMARILLO OSCURO.
Método de uso; cualquiera de los reactivos:
1. Medios
a. Caldo
1. Agregar una gotas de reactivo.
2. Agitar el tubo con suavidad para distribuir el reactivo en todo el medio.
b. Medios en placas o en tubos en pico de flauta: bañar con el reactivo.

INTERPRETAR LA REACCIÓN DE INMEDIATO; el color azul formado con el almidón puede decolorarse de manera gradual.

# data[].attributes.body
*La enzima alfa-amilasa no es estable a un pH menor de 4.5
*Evitar el sobrecalentamiento del almidón cuando se disuelve en el medio basal; puede hidrolizarse y dar resultados falsos positivos. El calentamiento rompe los gránulos y produce amilosa y amilopeptina.
*El almidón no es un hidrato de carbono reductor y la preparación del sustrato almidón soluble debe estar exenta de azúcares reductores.
*El medo del almidón debe tener una reacción neutra o ácida; el pH óptimo para el medio es de 7.2

# data[].attributes.body
1. Inocular por difusión el caldo nitrato con el microorganismo indicado por el asesor.  La inoculación debe hacerse con un inóculo denso.
2. Incubar el tubo a 35 °C durante 24-48 horas.
a. Fase I: Después de la incubación agregar 5 gotas del reactivo A y 5 gotas
del reactivo B. Agitar el tubo con suavidad para mezclar los reactivos.
Esperar 1-2 minutos para que se desarrolle un color rojo. Dicho color
denota una prueba terminada. Si el resultado es negativo se continua con
la fase II.
b. Fase II: Agregar una pizca (alrededor de 20 mg.) de polvo de cinc (Zn).  Esperar 5-10 minutos.
Efectuar las observaciones correspondientes e interpretar resultados.

# data[].attributes.headline
Agar TSI (Triple Sugar Iron) Agar KIA (Kigler Hierro Agar) 

# data[].attributes.subject
Agar TSI (Triple Sugar Iron) Agar KIA (Kigler Hierro Agar) 

# data[].attributes.body
Estos tipos de medios son conocidos como especiales o de ensayos y se emplean para comprobar características bioquímicas. Se utilizan para identificar y clasificar a los MO según sus actividades metabólicas.

# data[].attributes.body
Este agar es utilizado para la diferenciación de bacilos Gram negativos entéricos basado en la fermentación de carbohidratos y la producción de acido sulfhídrico.

El agar TIS que por sus siglas en ingles se refiere a "Triple Sugar Iron" contiene, como su nombre lo indica, tres azucares: dextrosa, lactosa y sacarosa; además de, rojo de fenol para detectar la fermentación de estos carbohidratos y sulfato ferroso (iron) para detectar la producción de acido sulfhídrico.
Si la bacteria que se va analizar fermenta la glucosa, esta acidificara el medio haciendo un vire del indicador (rojo de fenol) de color amarillo. En cambio, si la bacteria no es fermentadora de glucosa, el medio permanecerá de color rojo.
El tiosulfato es reducido por algunos gérmenes a acido sulfhídrico, el cual reacciona con la sal férrica, produciendo sulfuro de hierro de color negro.

# data[].attributes.body
PREPARACIÒN:  Suspender 62,5 g del polvo en 1 litro de agua purificada. Dejar reposar 5 minutos. Mezclar bien, calentar con agitación frecuente y hervir 1 o 2 minutos hasta disolución total. Distribuir en tubos, llenándolos con un volumen que ocupe hasta la tercera parte de los mismos. Esterilizar en autoclave a 121°C por 15 minutos. Enfriar y dejar solidificar el agar en pico de flauta profundo.

SIEMBRA: Esta prueba se realiza en tubos de ensayo, a partir de un cultivo puro del MO, inocular con aguja picando el fondo del medio y extendiendo sobre la superficie.

INCUBACIÒN: En aerobiosis, a 33-37 ºC por aproximadamente 18 a 24 horas.

# data[].attributes.body
Para la interpretación de resultados tenemos que tomar en cuenta el color del vire del indicador (Rojo fenol) que hace un cambio de rojo a amarillo-naranja, el color negro y la producción de gas.

1. Superficie alcalina/profundidad ácida (pico rojo/fondo amarillo): el microorganismo solamente fermenta la glucosa.

2. Superficie ácida/Profundidad ácida (pico amarillo/fondo amarillo): el microorganismo fermenta glucosa, lactosa y/o sacarosa.

3. Superficie alcalina/Profundidad alcalina (pico rojo/fondo rojo): el microorganismo es no fermentador de azúcares.

4. La presencia de burbujas o la ruptura del medio de cultivo indican que el microorganismo produce gas.

5.  El ennegrecimiento del medio indica que el MO produce ácido sulfhídrico

# data[].attributes.body
Los resultados de la prueba deber ser leídos luego de 18 a 24 horas de incubación. Si la lectura se efectua a tiempos menores pueden existir falsos positivos por la presencia de acidez o la acidez generada no sea suficiente para producir el viraje del indicador rojo de fenol del color rojo al amarillo. Si se lee luego de 24 horas se pueden obtener resultados falsos negativos por consumo de peptonas durante el crecimiento de los microorganismos con la consecuente alcalinidad del medio de cultivo.

Si la generación de SH2 es elevada puede llevar al ennegrecimiento de todo el fondo del medio de cultivo y dificultar la visualización de la acidez producida. Es necesario aclarar que para que se produzca SH2 debe existir un ambiente ácido, por eso si no se observa se debe considerar igualmente acidez positiva.

Para la siembra utilizar aguja de inoculación. No utilizar ansas de inoculación ya que pueden llevar a resultados falsos positivos de producción de gas por alteraciones mecánicas del medio de cultivo.

La forma de inoculación de este medio de cultivo depende de la técnica utilizada por el profesional. Se puede inocular primero el fondo y luego el pico o de manera opuesta. Esto no afectará los resultados.

# data[].attributes.body
TSI agar (Triple Sugar Iron), britanialab.com, consultado (17/04/2022), Disponible en: https://www.britanialab.com/back/public/upload/productos/upl_6070971eb11bd.pdf

Ewing. 1985. Edwards and Ewing’s identification of Enterobacteriaceae, 4th ed. Elsevier Science Publishing Co., Inc., New York, N.Y.

MacFaddin. 1985. Media for isolation-cultivation-identificationmaintenance of medical bacteria, vol. 1. Williams & Wilkins, Baltimore, Md.

Forbes, Sahm and Weissfeld. 1998. Bailey & Scott’s diagnostic microbiology, 10th ed. Mosby, Inc., St. Louis, Mo.

Farmacopea Nacional Argentina, Codex Medicamentarius Argentino, Séptima Edición, volumen 1. 2003. Control Microbiológico de Productos no Obligatoriamente Estériles.

# data[].attributes.body
MacFaddin Jean F. Pruebas bioquímicas para la identificación de bactenos de importancia clínica 3 ed. Editorial médica panamericana.

# data[].attributes.body
El sustrato urea, una diamida del ácido carbónico, se designa como una carbamida la cual puede ser hidrolizada con facilidad por una enzima específica: la ureasa, una enzima que poseen algunas bacterias, y así dar dos moléculas de amonio.

La ureasa es una importante enzima microbiana vinculada con la descomposición de compuestos orgánicos.

# data[].attributes.body
Determinar la capacidad de un microorganismo de hidrolizar la urea en dos moléculas de amoniaco por la acción de la enzima ureasa, con la resultante alcalinidad
Se utiliza para diferenciar todos los MO Proteus rápidamente ureasa positivos,de otras especies como Enterobacter y Enterobacteriaceae que estos pueden dar una reacción positiva tardía

# data[].attributes.body
A) Base de urea deshidratada (29%)
a) Pesar 29 g de la base y disolver en 100 mL de agua destilada o desionizada.
b) No calentar la solución, ya que la urea se descompone cuando es calentada.
c) Esterilizar por filtros de membrana, 0.45 μm de diámetro de poro.
B) Agar
i) Disolver 15 g de agar en 900 mL de agua destilada o desionizada.
ii) Esterilizar en autoclave a 121 °C, 15 lb, 15 min.
iii) Enfriar a 50 °C
b) Agregar 100 mL de la base de urea esteril a los 900 mL del agar.
Concentración final de 10% de urea.
c) Fraccionar el medio en tubos estériles alrededor de 4-5 mL por tubo de 13x100
mm (por pico de flauta extenso, fondo corto)
d) Permitir que el medio se enfríe en posición inclinada
Conservar los tubos a (4-10 °C)

# data[].attributes.body
1. Inóculo denso, estriar toda la superficie del pico de
flauta.
2. No punzar el fondo.
3. Incubar a 35 °C, 6 y 24 hrs y todos los días sucesivos
durante 6 días.

# data[].attributes.body
Positivo (+)= Color rosa-rojo intenso en el pico de flauta.
El color puede penetrar en el interior del agar, la extensión del color indica la velocidad de la hidrólisis de la urea.
○ Grado de hidrólisis
■ 4+: Todo el tubo rosa-rojo
■ 2+: pico de flauta rosa, fondo sin cambios
■ + débil; la parte superior del pico roja, el resto sin cambios.
● Positivo rápido: 1-6 h para todos los microorganismos Proteus positivos.
● Positivo tardío; 24 h a 6 días de incubación o más. Las especies de Enterobacter son positivos tardíos.
● Negativo (-): Sin cambios de color (color piel a amarillo pálido).

# data[].attributes.body
• Reacción de nitratos a nitritos positiva: viraje color intenso (1-2 min) al agregar los reactivos de prueba.
• Reacción de nitratos a nitritos negativa: no hay viraje de color al agregar los reactivos de prueba.
• Confirmación de la negatividad de nitratos a nitritos: luego de agregar Zinc hay viraje en rosa (5-10min)
• Presencia de N2(g): Burbujas en el tubo.

# data[].attributes.body
1. MacFaddin J. Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia
clínica. 3ª ed. Buenos Aires, Argentina: Editorial Médica Panamericana: 2003.
2. Madigan MT, Martinko JM, Bender KS, Buckley DH, Sthal DA & Brock T. Brock
Biology of Microorganism. 14th Ed. USA: Pearson: 2014
3. Carroll KC, Butel J, Morse S. Jawetz Melnick & Adelbergs Medical Microbiology. 27
Edition. McGraw-Hill Education / Medical; 2015.
4. Tortora G, Funke B, Case C. Microbiology an introduction. 8th ed. San Francisco:
Benjamin Cummings, 2004.
5. Finegold, S.M., Sutter, V.L.; Ahebery, H.R.; Rosenblatt, J.E.: Isolation of Anaerobic Bacteria. Man. Clin. Micro. Biol. 2nd ed. 1974, 365:375

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La mayoría de las especies uropatógenas reducen nitratos a nitritos excepto Staphylococcus sp. y Enterococcus sp

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Suspender 54.8 g del polvo en 1 litro de agua purificada. Dejar reposar 5 minutos. Calentar con agitación frecuente, hervir 1 o 2 minutos hasta disolución total. Distribuir en tubos, en volumen que ocupe hasta la tercera parte de los mismos. Esterilizar en autoclave a 121°C por 15 minutos. Enfriar y dejar solidificar en posición inclinada (pico de flauta profundo).

SIEMBRA:  A partir de un cultivo puro del microorganismo en estudio, con aguja de inoculación inocular el medio de cultivo, picando el fondo y extendiendo sobre la superficie del mismo.

INCUBACION:  En aerobiosis, a 33-37°C durante 18 a 24 horas.

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Este medio es frecuentemente usado para la identificación de enterobacterias basándose en la fermentación de hidratos de carbono y la producción de acido sulfhídrico.

Este medio de cultivo contiene peptona de carne y tripteìna los cuales son elementos que nutren el medio para el crecimiento bacteriano. Los carbohidratos fermentables como la lactosa y la glucosa. El tiosulfato de sodio es el sustrato necesario para la producción de acido sulfhídrico, el citrato de hierro y amonio, es la fuente de iones Fe³⁺, los cuales se combinan con el acido sulfhídrico y producen sulfuro de hierro, de color negro. El indicador de pH es el rojo de Fenol y el cloruro de sodio mantiene en balance osmótico. El agar es el agente solidificante.

Por fermentación de azucares se producen ácidos que se detectan por medio del indicador rojo de Fenol, el cual vira a color amarillo en medio acido. El tiosulfato de sodio se reduce a sulfuro de hidrógeno el que reacciona luego con una sal de hierro proporcionando el sulfuro de hierro color negro.

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Para interpretar los resultados se debe de considerar el color de vire del indicador rojo de Fenol y la producción de gas.

1. Superficie alcalina/profundidad ácida (pico rojo/fondo amarillo): el microorganismo solamente fermenta la glucosa.

2. Superficie ácida/Profundidad ácida (pico amarillo/fondo amarillo): el microorganismo fermenta glucosa, y lactosa.

3. Superficie alcalina/Profundidad alcalina (pico rojo/fondo rojo): el microorganismo es no fermentador de azúcares.

4. La presencia de burbujas o la ruptura del medio de cultivo indican que el microorganismo produce gas.

5. El ennegrecimiento del medio indica que el microorganismo produce ácido sulfhídrico.

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Los resultados de la prueba deber ser leídos luego de 18 a 24 horas de incubación. Si la lectura se efectua a tiempos menores pueden existir falsos positivos por la presencia de acidez o la acidez generada no sea suficiente para producir el viraje del indicador rojo de fenol del color rojo al amarillo. Si se lee luego de 24 horas se pueden obtener resultados falsos negativos por consumo de peptonas durante el crecimiento de los microorganismos con la consecuente alcalinidad del medio de cultivo.

Si la generación de SH2 es elevada puede llevar al ennegrecimiento de todo el fondo del medio de cultivo y dificultar la visualización de la acidez producida. Es necesario aclarar que para que se produzca SH2 debe existir un ambiente ácido, por eso si no se observa se debe considerar igualmente acidez positiva.

Para la siembra utilizar aguja de inoculación. No utilizar ansas de inoculación ya que pueden llevar a resultados falsos positivos de producción de gas por alteraciones mecánicas del medio de cultivo.

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Kligler Hierro Agar, broitanialab.con, consultado el (17/04/2022), disppnible en: https://www.britanialab.com/back/public/upload/productos/upl_60706c3393e51.pdf

Kligler. I. J. 1917. A simple medium for the differentiation of members of the thyphoid paratyphoid group. Am. J. Public Health. 7:1042.

Kligler. I. J. 1918. Modifications of culture media used in the isolation and differentiation of thyphoid, dysentery, and allied bacilli. J. Exp.Med. 28:319.

MacFaddin. 1985. Media for isolation-cultivation-identificationmaintenance of medical bacteria, volume 1. Williams & Wilkins, Baltimore, Md.

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A) Sin inocular
B) Ureasa positivo rápida
(Proteus mirabilis)
C) Ureasa positivo tardio
(Klebsiella pneumoniae)
D) Ureasa negativo
(Escherichia coli)

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Gelatina nutritiva
La producción de gelatinasa se usa como una ayuda taxonómica para la identificación y la clasificación de bacterias fermentadoras (p. Ej., Enterobacteriaceae) y no fermentadoras, principalmente para identificar cultivos puros.

Fundamento:
La gelatina, es una proteína derivada del  animal, se incorpora a diferentes medios de cultivo para determinar la capacidad de un microorganismo de producir enzimas proteolíticas (proteinasas), detectadas por digestión o licuefacción de la gelatina. Las enzimas capaces de producir gelatinolisis se denominan gelatinasas.
Estas enzimas proteolíticas a menudo son importantes factores de virulencia de algunos microorganismos.

Las proteínas naturales son de demasiado grandes para entrar en una célula bacteriana;por ende, para que una célula pueda usar las proteínas, éstas primero deben ser catabolizadas a componentes más pequeños. Ciertas bacterias segregan gelatinasas exocelulares para degradar las proteínas y está capacidad ayuda a la identificación bacteriana.

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Reactivos empleados para su interpretación, fundamento y orden de adición

Positiva (+): Color amarillo (ácido)
Negativa (-): Color rosa - rojizo (alcalina

Ácido: amarillo, pH 6.8

Alcalino: rojo rosado, pH 8.4·

Control de calidad

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Suspender 24,2 g del polvo en 1 litro de agua purificada. Dejar reposar 5 minutos. Calentar con agitación frecuente y llevar a ebullición durante 1 o 2 minutos para disolución total. Distribuir en tubos y esterilizar en autoclave a 121°C durante 15 minutos.

Enfriar y solidificar en posición inclinada (pico de flauta).

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Suspender 23 g del polvo en 1 litro de agua purificada. Dejar reposar 5 minutos. Calentar con agitación frecuente y llevar a ebullición hasta disolución total. Distribuir en tubos y esterilizar en autoclave a 121°C durante 15 minutos.

Enfriar y solidificar en posición inclinada para obtener picos de flauta alargados.

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Es útil para diferenciar bacilos Gram-negativos entéricos. Similar al principio del agar acetato, el citrato reemplaza al acetato en este medio y la diferenciación se basa en la capacidad o la incapacidad del aislado de usar el citrato como única fuente de carbono. Los organismos capaces de utilizar el citrato también utilizan la sales del amonio del medio como fuente de nitrógeno. La degradación de las sales de amonio lleva al cambio de pH dentro del rango alcalino. En un pH alcalino, el indicador de pH incorporado, azul de bromotimol, cambia de verde a azul.   Este medio se debe inocular por estriado de los organismos sobre agar inclinado con un asa estéril. Debe ser utilizado un inóculo pequeño debido a que los organismos muertos de un inóculo grande pueden ser una fuente de carbono, produciendo una reacción positiva falsa. Los tubos deben ser incubados a 35º C hasta por 4 días. Los organismos que pueden usar el citrato (positivos) crecerán y producirán un color azul. Los organismos que no pueden utilizar el citrato (negativos)no crecerán.

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Los productos del metabolismo del citrato dependen del pH. a un pH alto (acalino) se producen más acetato y formato y disminuye la producción de lactato.

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A un pH ácido, los principales productos son acetilmetilcarbinol y lactato.  Sin tener en cuenta los productos finales producidos, el primer paso metabólico en la fermentación de citrato produce piruvato.

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La degradación del piruvato dependen del pH del medio

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El aminoácido aromático fenilalanina es desaminado por un mecanismo oxidativo por un aminoácido oxidasa, una flavoproteína para producir el ácido fenilpirúvico. Este es un proceso de dos pasos, en un inicio se elimina el hidrógeno el cual se ombina con el oxigeno para formar agua, luego el iminoacido es hidrolizado a un cetoácido.

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La fenilalanina es desaminada a ácido fenilpirúvico y puede ser reducida a ácido fenil-lácticocon una incubación adicional.

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La gelatina es hidrolizada por la gelatinasa en sus aminoácidos constitutivos, con pérdida de sus características gelificantes.  Básicamente hay cinco medios /métodos para detectar la degradación de la gelatina por microorganismos:

Medio basal líquido; licuefacción

Medio sólido nutritivo; hidrólisis

Tiras de carbón-gelatina; hidrólisis

Película radiográfica; degradación de gelatina

Agar gelatina; alcalinización

Medio de cultivo empleados
A) Medio con gelatina de Kohn; altamente recomendado
Discos de gelatina desnaturalizada-carbón
Ingredientes:

Gelatina nutriente 15 g

Carbón inactivadoen polvo fino 3-5 g

Agua corriente o destilada fría 100 mL

B) Medio de gelatina nutriente para punción, pH 6. 8

1. Ingredientes:

Extracto de carne, extracto de ternera o caldo infusión 3 g

Peptona 5 g

Gelatina al 12 %  120 g

Agua desionizada 1000mL

Puede agragar tiosulfato de sodio al 0.05% para el cultivo de ciertos clostridios en ambiente de anaerobiosis.

2. Método de preparación:

a) Ingredientes individuales
1) Primero agregar sólo la gelatina al    agua desionizada y dejar en reposo 15-30min.
2) Calentar a 50°C para disolver la gelatina.
3) Agregar el extracto de carne y la peptona y calentar de nuevo a 50°C para disolver todos los ingredientes.
4) No sobrecalentar.
5) Corregir el pH a 6.8-7.0
b) Medio comercial deshidratado
1) Pesar con precisión la cantidad            indicada en la etiqueta.
2)Rehidratar con agua desionizada.
3) Calentar suavemente hasta disolver.
4)Distribuir aproximadamente 4-5 mL     por tubo con tapa de rosca; "profundizar" (es decir, dejar que el medio se solidifique en posición vertical, no inclinada).
5) Aflojar las tapas.

3. Método de esterilización:

Autoclave, 121°C, 15 lb,15 min.

4. Enfriar

en posición vertical, ajustar las tapas y refrigerar para el almacenamiento (4-10°C).

5. Inoculación

a) Mantega los tubos de gelatina en el refrigerardo hasta el momento de la inoculación; el medio debe estar solidificado.
b) Aguja de inoculación
1. Desarrollo proveniente de un cultivo         puro de 18 a 24 h: KIA u otro cultivo         conveniente.
2. Inóculo abundante.
3. Punzar el medio hasta una profundidad de 1.25 a 2.50 cm.

6. Preparar un tubo control

(no inoculado) para ser procesado junto con la bacteria que se prueba. Marcar como control.

7. Incubación:

a) Incubar los tubos de prueba y control de manera simultánea.
b) 22-25°C o 35°C
c) 24h-14 días.
(1) Observar si hay desarrollo (turbidez) y licuefacción.
a) Cada 24 h, poner ambos tubos (bacteria de prueba y control) en un refrigerardo o bañode hielo el tiempo suficiente (aproximadamente 2h) para determinar si ha habido digestión de la gelatina (licuefacción)
b) Hacer el traslado de la estufa al refrigerador sin agitar los tubos.
(2) Controlar los tubos diariamentehasta las dos semanas, a menos que la licuefacciónocurra antes.
a) A veces puede ser necesariaun a incubación prolongada (30 díasa 6 semanas).
b) Para las pruebas de rutina,los resultadosde la licuefacción se determinan después de 2 semanas de incubación a 35 °C.

INTERPRETACIÓN

Precaución: enfriar el medio incubado a 35 °C antes de leer los resultados.
1. Licuefacción; microorganismos de prueba: medio licuado. La licuefacción de la gelatina comienza en la superficie del medio y se extiende; la magnitud depende del grado de licuefacción.
2. Sin licuefacción; microorganismos de prueba
a) El medio permanece sólido.
b) Reincubar un tiempo adicional.
3. Tubo control: el medio permanece sólido; forma un gel firme debido a la resolidificación de la gelatina no licuada.

PRECAUCIONES

El medio de gelatina nutriente para punción no es conveniente para la prueba de rutina de la actividad de gelatinasa, ya que muchas especies requieren incubación prolongada antes de que la licuefacción se haga evidente. En procedimientos diagnósticos de rutina para identificar bacterias, la duración de la incubación debe ser un período razonable.

C) Medio de gelatina nutriente en placa
Medidad de productos de degradación de la gelatinasa; se evidencia por cambios en la composición de la gelatina en lugar de hacerlo por licuefacción de la gelatina.

Ingredientes:
Agregar 40g de gelatina (4%) a 1L de tripticasa soya agar(TSA), pH7. 2

D) Mediode tiglicolato gelatina, pH 7
Soporta el desarrollo de microorganismos anaerobios estrictos (obligados), aerobios y facultativos; muchos microorganismos con requerimientos especiales de cultivo.

Ingredientes:

Casitoina 15.5g

Extracto de levadura 5g

Dextrosa (glucosa) 2g

Cloruro de sodio 2.5g

L-Cristina 0.25g

Sulfito de sodio 0.1g

Ácido tioglicólico 0.3 mL

Agar 0.75g

Gelatina 50g

Agua desionizada 1000 mL

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1)  MacFaddin, J. Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia clínica. [PDF]. Médica Panamericana; 1980 Disponible en: file:///C:/Users/administrador03/Downloads/MacFadin%20Pruebas%20bioqui%CC%81micas.pdf

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Prueba O-F, Oxido fermentativa o de Hugh-Leifson.

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Prueba O-F, Oxido fermentativa o de Hugh-Leifson.

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Se utiliza para la identificación de bacilos no fermentadores de importancia médica y sanitaria

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·      Connie R. Mahon.Diagnóstico microbiológico. 6ta edición: Colombia.Amolca.2019

·      MacFaddin Jean F. Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia clínica. 3ra edición. Buenos aires, Argentina: Editorial panamericana. 2003

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La peptona de caseína proporciona nitrógeno, vitaminas, minerales y aminoácidos esenciales para el crecimiento.

El azul de bromotimol es el indicador de pH.

El cloruro de sodio suministra electrolitos esenciales para el transporte y el equilibrio osmótico.

El fosfato dipotásico actúa como un sistema tampón.

El agar bacteriológico es el agente solidificante

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·      Connie R. Mahon.Diagnóstico microbiológico. 6ta edición: Colombia.Amolca.2019

·      MacFaddin Jean F. Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia clínica. 3ra edición. Buenos aires, Argentina: Editorial panamericana. 2003

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El metabolismo de un glúcido puede seguir la vía oxidativa o fermentativa. En vía oxidativa el aceptor final de electrones debe ser el oxígeno y por consiguiente el proceso es aerobio y produce poca acidez, mientras que en vía fermentativa el aceptor final de electrones es un compuesto orgánico y  el proceso es anaerobio, originando mucha acidez en poco tiempo.

Es un medio semisólido, preparado de acuerdo con la fórmula de Hugh y Leifson, y se utiliza para determinar el metabolismo (oxidación, fermentación) de bacterias Gram negativas. Es útil para Pseudomonas, Salmonella, Shigella y Alcaligenes.

Contiene triptona y azul de bromotimol (un indicador). Uno de los azúcares, como glucosa, xilosa, manitol, lactosa, sacarosa y maltosa, se añade al medio que sirve como carbohidrato fermentable, aunque por lo general se suele usar glucosa como sustrato.

La fermentación u oxidación del glúcido se puede ver en dos tubos con medio de cultivo glucosado, uno abierto (aerobio) y otro cerrado con parafina (anaerobio) simultáneamente.

Se inocula un organismo en dos tubos de cada medio OF. Una vez inoculado, un tubo se cubre con aceite mineral o parafina derretida que produce un ambiente anaeróbico. El otro tubo se deja abierto al aire. El crecimiento de microorganismos en este medio se realiza mediante la utilización de la triptona, que da como resultado una reacción alcalina (color azul oscuro), o mediante la utilización de glucosa, que da como resultado la producción de ácido (convirtiendo el azul de bromotimol en amarillo)

Las bacterias que respiran aerobiamente crecen en la superficie del medio del tubo abierto. Transforman la glucosa en CO₂, la superficie del medio se verá ligeramente amarilla (por la formación de ácido carbónico originado al reaccionar el CO₂ con el agua del medio). En el tubo cerrado el cultivo se mantiene azul-verdoso.

Las bacterias fermentadoras producen ácidos a partir de la glucosa. Viran el cultivo del tubo cerrado a amarillo; en el tubo abierto se inicia el viraje en el fondo, pero transcurridas 24 horas los ácidos pueden difundir por todo el medio virándolo a amarillo.

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Obtener colonias puras y aisladas de un cultivo de 18 a 24 horas.

Inocular en 2 tubos nuevos un cultivo fresco del organismo a estudiar. Si el medio ha sido preparado y almacenado, volver a mezclarlo en un baño de agua para expulsar los gases disueltos. Inocule pinchando el agar hasta aproximadamente 1/4 de pulgada del fondo.

Tras la inoculación, agregar una capa de 4 a 5 mm de aceite de parafina a uno de los tubos. No se recomienda usar aceite mineral.

Incubar ambos tubos  a 35ºC  durante 48 horas o más, hasta 7 días con las tapas sueltas

Examine los tubos diariamente para detectar cambios de color.

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RESULTADOS POSITIVOS

1. Oxidación (se da en medio aerobio): color amarillo solo en el          tubo sin aceite.

2.  Fermentación  (en medio anaerobio): color amarillo en el tubo con aceite

3.  Fermentación (anaerobia facultativa): color amarillo en ambos tubos con o sin

RESULTADOS NEGATIVOS

1.  Sin oxidación / fermentación: no hay cambio de color en los tubos. Los carbohidratos no han sido fermentados ni oxidad. El medio permanece verde o se vuelve azul

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E. coli, en tubo sin parafina, oxida a amarillo, en tubo con parafina fermenta a amarillo.

Pseudomonas aeruginosa, crece sólo en tubo sin parafina, oxida a amarillo; en tubo con parafina no fermenta, medio verde.

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Se recomienda realizar pruebas bioquímicas, inmunológicas, moleculares o de espectrometría de masas en colonias de cultivos puros para una identificación completa.

Es posible que los organismos de crecimiento lento no produzcan resultados durante varios días.

Algunos microorganismos no crecen en medio OF. Puede ser necesario utilizar otro medio basal que contenga dextrosa para confirmar la reacción negativa.

Algunos aceites minerales son ácidos y pueden dar lugar a resultados erróneos

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1. Condalab. Medio Basal OF (Hugh y Leifson). Cat. 1500.2019

2.  Sánchez M,  Colom K, Ferrer C. Prueba del O/F (oxidación-fermentación). [Internet] España. [Consultado el 18/04/2022]Disponible en: https://sites.google.com/a/goumh.umh.es/practicas-de-microbiologia/home?authuser=0

3. MacFaddin J .Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia clínica. 3a ed. Buenos Aires,Argentina:Editorial Médica Panamericana: 2003

4. Laboratorios microkit. O/F-GLUCOSE MEDIUM.Madrid, España2017

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Fundamento prueba de sulfuro:
Determinar si se ha liberado enzimáticamente ácido sulfhídrico gaseoso a partir de los aminoácidos azufrados para producir una reacción coloreada visible, negra, en presencia de un sistema inidcador de ácido sulfhídrico.

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Determinar la capacidad de un microorganismo para separar indol a partir del triptofano. Se basó en la formación de un complejo de color rojo cuando el indol reacciona con el grupo aldehído de p-dimetilaminobenzaldehído.

Movilidad:
Consistencia del medio permite la observación de la movilidad de algunas bacterias.

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La peptona de gelatina y el extracto de levadura proporcionan las fuentes de nutrientes para el crecimiento: nitrógeno, vitaminas, minerales y aminoácidos.

La dextrosa es un carbohidrato  fermentable cuya reacción de degradación genera ácido, lo cual se manifiesta con el cambio de color de rojo a amarillo.

El tiosulfato de sodio proporciona azufre

El citrato de amonio férrico es el indicador de la producción de H2S en condiciones alcalinas.

Las bacterias que descarboxilan la L-lisina en cadaverina, como Salmonella arizonae, se identifican por la presencia de un color rojo púrpura debido a la elevación del pH.

El púrpura de bromocresol es el indicador de pH.

El agar bacteriológico es el agente solidificante.

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Extracto de carne  6.1 g/L
Peptona  20 g/L
Hierro peptonizado (indicador de H2S)  0.2 g/L
Tiosulfato de sodio (PRoporciona azufre, indicador de H2S)  0.2 g/L
Agar  3.5 g/L
Para Indol adicionar Reactivo de Kovacs
pH de 7.3

-Estado físico: Semisólido en forma vertical
-Forma de inocular: Picadura en forma vertical
-Tamaño de inóculo: Pequeño, se utiliza el asa recta
-Tiempo de incubación: 24 - 48 h
-Temperatura: 35 - 37°C

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1. Inocular por punción el medio con el microorganismo indicado por el asesor.
2. Incubar el tubo en los parametros indicados.
3. Después de incubarlo, añadir 5 gotas del reactivo de Kovacs por la pared interior del tubo.
4. Efectuar las observaciones correspondientes e interpretar resultados.

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Siembra:
El medio se coloca en un tubo, se esteriliza y se inclina para que se forme una inclinación corta y un extremo profundo.

A partir de un cultivo puro del microorganismo en estudio y mediante el uso de aguja de inoculación, inocular el medio de cultivo, picando el fondo y extendiendo sobre la superficie del mismo.

Incubación

En aerobiosis, a 33-37 ºC durante 18-24 horas, ver si hay crecimiento y cambios de color en el tope y la inclinación del tubo, y si hay ennegrecimiento en el vértice de la inclinación.

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-Ácido sulfhídrico: Es positivo cuando hay un precipitado negro del medio, o burbujas pequeñas.
-Indol: Es positivo cuando hay un anillo rojo en la superficie del medio.
-Movilidad: Es positiva cuando los organismos móviles migran de la línea de siembra y se difunden en el medio provocando turbiedad.

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Shigella flexneri, P alcalina (azul), B  ácida-amarilla, H2S-

Escherichia coli, P alcalina (azul), B alcalina (púrpura), H2S -

Salmonella abony, P alcalina (azul), B alcalina (púrpura), H2S+ (ennegrecimiento).

P = Pendiente, B = Base.