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Drusas y rafidios en tejidos de flores de Turpinia occidentalis (González-Villareal y Jiménez-Reyes, 2006).

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Diferentes Cristales de Oxalato de Calcio

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Diferentes Cristales de Oxalato de Calcio

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Video 5: Célula vegetal, observación se las sustancias ergasticas 

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Video 5: Célula vegetal, observación se las sustancias ergasticas 

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LABORATORIO 9. CÉLULA VEGETAL: SUSTANCIAS ERGÁSTICAS

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Video 1: Observacion de Carbohidratos (Almidones)

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Video 1: Observacion de Carbohidratos (Almidones)

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 Formas y tamaño de los cristales ergásticos: 

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 Formas y tamaño de los cristales ergásticos: 

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Existen varios tipos de cristales de oxalato de calcio en forma de prismas, aciculares, rafidios, racimos, rosetas, etc. La forma de los cristales puede ser cúbica, romboidal, octaédrica o alargada. Los cristales alargados cuando son masivos y solitarios se conocen como estiloides como se encuentran en Iridaceae. Cuando están compuestos y desordenados en masas esféricas, se les llama drusas. Los cristales prismáticos pequeños, así como los cristales diminutos, se conocen como arena cristalina.

Las células especiales que contienen cristales se denominan idioblastos, que son células que difieren claramente de las células circundantes tanto en forma como en estructura. Los rafidos suelen encontrarse en células muy grandes que, cuando maduran, no contienen protoplastos vivos, pero están llenas de mucílago. Los rafidos en la madurez son estructuras muertas generalmente llenas de mucílago y se informa que son capaces de hincharse. Partes de la pared celular de tales idioblastos de ráfidos permanecen delgadas y si el mucílago se hincha, la pared delgada estalla y los ráfidos son expulsados (Simon et al., 2018).

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Se representa un esquema para la detección de alcaloides, saponinas, taninos, flavonoides entre otros. (Larico, 2014)

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Tecnica histológica y fitoquímica para la obserbación de alcaloides 

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Tecnica histológica y fitoquímica para la obserbación de alcaloides 

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Se realiza  un corte sobre la zona indicada (cicatriza de primera intención).
Se aplica el enguento de Stevia rebaudiana Bertoni en forma tópica, la primera dosis del tratamiento sobre la incisión se realizó con la ayuda de un guante, logrando obtener una distribución homogénea sobre la incisión. Se aplicaron los ungüentos de Stevia rebaudiana Bertoni en las tres concentraciones (8 %, 10 % y 12 %) a los respectivos grupos experimentales; mientras que a los grupos control, se les aplico la base del ungüento (vaselina + lanolina) y el medicamento de marca, el grupo denominado blanco no recibió tratamiento. Se repitió el tratamiento cada 12 horas en un lapso de 20 días. (Larico, 2014)

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Preparación del material para microscopía:

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Preparación del material para microscopía:

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La preparación del portaobjetos de microscopía a partir de la muestra de hojas se debe realizar cortando 1 × 1 cm2 en tres lugares por hoja intacta usando una hoja de afeitar.

El muestreo del pecíolo incluye la parte superior, media y base del pecíolo, mientras que el muestreo del tubérculo el borde y el centro del tubérculo (Chairiyah et al, 2013).

La muestra cortada y en rodajas se aclara con algunas modificaciones, todas las muestras se sumergen en NaOH al 5 % a 37 °C durante 24 horas. Después de la incubación, la muestra se debe transferir a hipoclorito de sodio comercial al 50% a temperatura ambiente durante 1 hora. Se requiere enjuague con agua corriente del grifo después de empapar en hipoclorito de sodio y seguido a eso se debe comenzar la deshidratación en series de alcohol al 30%, 50%, 70%, 80% durante 10 minutos para cada muestra. El último paso de deshidratación se realiza en EtOH al 100 % durante 5 minutos. El objeto cortado o rebanado se coloca en un portaobjetos de vidrio, se monta con solución Hoyer y se cubre con un cubreobjetos. Así todo el portaobjetos estará listo para observar bajo el microscopio de luz con un aumento de 100, 400 y 1000 veces (Chairiyah et al, 2013).

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Una clase importante de sustancias ergásticas son los cristales. Los cristales son sales de oxalato de calcio o magnesio y normalmente se sintetizan en la vacuola. Debido a que son cristalinos, es decir, las moléculas están dispuestas en una matriz precisa, son birrefringentes. Su TA le explicará la birrefringencia y le mostrará cómo usar filtros polarizadores para observar esta propiedad de los cristales (Bass., et al, 2015).

Las formas cristalinas de CaOx que se encontraban a menudo en las plantas eran cristales de rafido (en forma de aguja), prisma, drusa, estiloides y arena [1,2]. Cristal prismático con forma de caja romboédrica, que generalmente se encontraba en cristales de una sola forma por celda o más. El cristal de ráfido era un cristal de estiloides rectangular que había sido engrosado y alargado. Se puede encontrar en forma de monocristal o paquete de cristal por célula en la planta (Chairiyah., et al. 2013).

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1. Recoger secciones frescas de material vegetal (generalmente tejido de médula fresca) en una solución para matar (compuesta de 0,75 g de yoduro de potasio, 1,50 g de yodo y 100 ml de ácido sulfúrico acuoso al 5%) (Osuji y Uzogara, 2003).
2. durante 5 minutos: lavar en ácido sulfúrico al 5% hasta que el color del yoduro comience a desvanecerse. (Osuji y Uzogara, 2003).
3. Transfiera las secciones (preparadas colocando 1 ml de ácido sulfúrico en un vaso de reloj y agregando la solución violeta hasta que se observe un color verde intenso) y deje que se oscurezcan. (Osuji y Uzogara, 2003).
4. Coloque la sección en una diapositiva y use un cepillo carmel para eliminar cualquier precipitado (s) en ambas superficies de la sección de la muestra. (Osuji y Uzogara, 2003).
5. Montar secciones en solución de montaje (30 ml de glicerina, 60 ml de agua desionizada, 2 g de cloruro de zinc, 0,2 g de yodo y un rastro de yoduro de potasio). El tejido de médula del tubérculo de papa es un material ideal para la demostración de plasmodesma. (Osuji y Uzogara, 2003).

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Oxalato de Ca es el componente más común de los cristales vegetales, y resulta de la acumulación intracelular de Calcio.  Los cristales tienen forma de arena cristalina, de agujas en los rafidios, columnas en los estiloides (Eichhornia crassipes), prismática en los cristales prismáticos simples o compuestos: las drusas.

El aspecto y la localización de los cristales puede tener importancia taxonómica. En Nymphaea las astroesclereidas foliares presentan cristales prismáticos entre las paredes primarias y secundarias (Franceschi & Horner Jr., 1980).  En las cámaras de aire del tallo de Myriophyllum hay cristales que aparentemente son extracelulares, pero con MEB se ve que inicialmente están rodeados por la pared celular.

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Bass, P.,  W Friedman,. P Gasson., & E, Wheele. (2015).  Plant Anatomy: Development, Function, and Evolution.  Arnold Arboretum of Harvard University. plant_anatomy_summer_course_2015_week_one_labs.pdf (harvard.edu)

Chairiyah, N., N Harijati., & R Mastuti. (2013).   Variation of Calcium Oxalate (CaOx) Crystals in Porang (Amorphophallus muelleri Blume). 4, 1765-1773. http://dx.doi.org/10.4236/ajps.2013.49217

Franceschi, V. R. & H.T. Horner Jr. 1980. Calcium oxalate crystals in plants. Bot. Rev. 46 (4): 361- 427.

González-Villareal, L., M. y Jiménez-Reyes, M., A. (2006). La familia Staphyleaceae en el estado de Jalisco, México. (1ed.) Universidad de Guadalajara

Osuji, J.,O. y Uzogara, S.,G. (2003). Histochemical Techniques. En: Onyeike EN and Osuji JO (eds.). Research Techniques in Biological and Chemical Sciences. Springfield Publishers Ltd. Owerri, Nigeria. pp. 60-69.

Larico, F. H. (2014). UNIVERSIDAD NACIONAL JORGE BASADRE GROHMANN. https://docs.bvsalud.org/biblioref/2018/09/912227/determinacion-de-la-accion-cicatrizante-de-las-hojas-de-stevia-_FDSF9IH.pdf

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Esquema de los pasos para la observación histológica de oxalato de calcio. 

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Técnica para la Observación de Oxalato de Calcio

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Técnica para la Observación de Oxalato de Calcio

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Células con taninos teñidos oscuros en una acícula de pino (Crang et al., 2018)

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Técnica para la Observación de Taninos  

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Técnica para la Observación de Taninos  

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1. Los especímenes utilizados para investigar taninos pueden ser colectados en fresco en una tinción fijadora de 20 ml de sulfato ferroso al 10% en 80ml de solución de formaldehido al 4%, por 24-48 horas (Osuji y Uzogara, 2003).

2. La deshidratación de los tejidos se puede realizar en un gradiente ascendente de etanol, luego se aclara con etanol-xileno y se fija en cera a 50-60ºC (Osuji y Uzogara, 2003).

3. Los cortes se realizan en sección muy delgadas, de 15-25 µm e un micrótomo de rotación. Las secciones obtenidas se rehidratan y se tiñen en una solución de safranina al 0.01% para una mejor visualización de las estructuras (Osuji y Uzogara, 2003).

4. Luego se deshidratan en etanol y se aclaran con etanol-xileno y se procede a su montaje en el medio DPX (resina a base de xileno). Las secciones montadas se pueden secar en hornos para su posterior análisis bajo el microscopio (Osuji y Uzogara, 2003).

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Video 3: Observación de estiloides, drusas y cistolitos

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Video 3: Observación de estiloides, drusas y cistolitos

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Video 2: Observación de Rafidios e Incrustaciones de Sílice

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Video 2: Observación de Rafidios e Incrustaciones de Sílice

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Preparación para observar sustancias ergásticas.

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Preparación para observar sustancias ergásticas.

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Las células vegetales sintetizan una variedad de productos que son visibles con el microscopio óptico y que los anatomistas denominan sustancias ergásticas. Estos son un subconjunto de lo que se denominan productos vegetales secundarios. No son metabolitos primarios, es decir, no están involucrados en funciones primarias como la producción o el uso de energía, o la formación de la estructura celular. Tienen diversas funciones como defensa o almacenamiento, pero muchas veces se desconoce su función (Bass., et al, 2015).

Estas sustancias son bastante diversas y algunas son comunes en las células vegetales, pueden ser sustancias orgánicas o inorgánicas; las más conocidas son los cristales, gotas de aceites, resinas, taninos y otras. Se encuentran principalmente en las vacuolas, pared celular y el protoplasma (Gomez, 2019).