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¿Pará que se emplea la tinción? ¿qué puedo ver al utilizarla?

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¿Pará que se emplea la tinción? ¿qué puedo ver al utilizarla?

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Esta tinción se usa para destacar el tejido muscular y el tejido conectivo propiamente dicho.

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Colorantes que se utilizan y qué estructuras o moléculas tiñen en las células

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Colorantes que se utilizan y qué estructuras o moléculas tiñen en las células

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Colágeno: verde oscuro-celeste, Músculo: rojo, Citoplasma: rosado y Núcleos: negro.
Xileno

Etanol de 50º, 70º, 80º, 90º, 96º y 100º

Hematoxilina de Weigert

Bouin

Cromo2R (CI 16570)

Verde luz (CI 42095)

Ácido fosfotúngstico

Ácido acético glacial

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Esta tinción se usa para destacar el tejido muscular y el tejido conectivo propiamente dicho.

Procedimiento

Protocolo puesto a punto por Elisa Inés Sánchez.

Partimos de muestras que que han sido fijadas en formol o Bouin e incluidas en parafina. Estas muestras se han cortado en secciones de unas 8 µm y adheridas a portaobjetos recubiertos con gelatina.

1. 2x10 min en xileno para desparafinar.

2. 2x10 min en etanol 100º

3. 10 min en etanol 96º

4. 10 min en etanol 80º

5. 10 min en etanol 50º

6. 5 min en agua destilada.

7. 1h en líquido de Bouin a 56-60 ºC, o 24 h a temperatura ambiente.
La solución de Bouin actúa como mordiente.

8. Varios lavados en agua destilada hasta que desaparezca el color amarillo.

9. 10 min en hematoxilina de Weigert.
Si la solución es vieja puede ser necesario incrementar el tiempo de tinción.

10. 5-10 min en agua corriente.
Si las muestras pierden su color o se tiñen débilmente, se puede volver a la Hematoxilina de Weigert durante 5 minutos más. Se puede comprobar la tinción mirando por el microscopio.

11. 15 min en solución tricrómica.
Solución tricrómica:
0.6 g cromo2R (CI 16570).
0.3 g verde luz (CI 42095).
0.8 g ácido fosfotúngstico.
1 ml ácido acético glacial.
Enrasar hasta 100 ml con agua destilada.

12. 1 min en ácido acético al 1 %.
Este es un paso de diferenciación. Si las muestras no están bien teñidas o no hay suficiente coloración roja en la muestra, las secciones se pueden dejar más tiempo en la solución tricómica.

13. 30 s en agua destilada

14. 1 min en etanol 100º

15. 1 min en etanol 100º

16. 2 min en xileno

16. 3 min en xileno

17. Montado de las secciones

Resultados

Colágeno: verde oscuro-celeste.

Músculo: rojo.

Citoplasma: rosado.

Núcleos: negro.

Consejos

La hematoxilina férrica de Weigert como solución de trabajo no debe estar más de 10 días preparada, dado que pierde efectividad. También es recomendable filtrarla antes de ser utilizada, para evitar posibles artefactos.

La solución tricómica debe tener un pH de 2, para una mejor tinción.

La diferenciación con el ácido acético se puede hacer con menos concentraciones de acético para controlar mejor la diferenciación.

La deshidratación final debe ser rápida para que no se pierda el colorante.

Productos

Xileno

Etanol de 50º, 70º, 80º, 90º, 96º y 100º
Hematoxilina de Weigert
Cromo2R (CI 16570)

Verde luz (CI 42095)

Ácido fosfotúngstico

Ácido acético glacial

Material

Cubetas de tinción

Cesta para portas

Vasos de precipitado

Agitador magnético

Botes para colorantes

Cubreobjetos

Secciones de parafina de 8 µm de grosor teñidas teñidas con tricrómico de Gomori, en oreja de rata.

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Manuel Megías, Pilar Molist, Manuel Ángel Pombal

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Técnicas Histológicas. Protocolos. Tricrómico de Gomori Atlas de Histología Vegetal y Animal

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Esta tinción se usa para destacar el tejido muscular y el tejido conectivo propiamente dicho. Protocolo puesto a punto por Elisa Inés Sánchez. Partimos de muestras que que han sido fijadas en formol o Bouin e incluidas en parafina. Estas muestras se han cortado en secciones de unas 8 µm y adheridas a portaobjetos recubiertos con gelatina.