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Manual de Coleta e Acondicionamento de Amostras Biológicas para Exames Laboratoriais. Disponível em:<http://static.paraiba.pb.gov.br/2015/06/Manual-de-Coleta-LACEN-2014-1.pdf>. Acesso em: 20/03/2022.

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BRUNO,B.A. et al. Métodos Diagnósticos da Leishmaniose Tegumentar: Fatos, Falácias e Perspectivas.Disponível em:<http://www.gmbahia.ufba.br/index.php/gmbahia/article/viewFile/353/342>. Acessado em: 19/03/2022.

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Centro de Controle e Prevenção. Disponível em: <https://www.cdc.gov/dpdx/ascariasis/index.html>. Acessado em: 19/03/2022.

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Causal Agents

Ascaris species are very large (adult females: 20 to 35 cm; adult males: 15 to 30 cm) nematodes (roundworms) that parasitize the human intestine. A. lumbricoides is the primary species involved in human infections globally, but Ascaris derived from pigs (often referred to as A. suum) may also infect humans. These two parasites are very closely related, and hybrids have been identified; thus, their status as distinct, reproductively isolated species is a contentious topic.

Life Cycle:

Adult worms live in the lumen of the small intestine. A female may produce approximately 200,000 eggs per day, which are passed with the feces . Unfertilized eggs may be ingested but are not infective. Larvae develop to infectivity within fertile eggs after 18 days to several weeks , depending on the environmental conditions (optimum: moist, warm, shaded soil). After infective eggs are swallowed , the larvae hatch , invade the intestinal mucosa, and are carried via the portal, then systemic circulation to the lungs . The larvae mature further in the lungs (10 to 14 days), penetrate the alveolar walls, ascend the bronchial tree to the throat, and are swallowed . Upon reaching the small intestine, they develop into adult worms. Between 2 and 3 months are required from ingestion of the infective eggs to oviposition by the adult female. Adult worms can live 1 to 2 years.

Hosts

Humans and swine are the major hosts for Ascaris; see Causal Agents for discussion on species status of Ascaris from both hosts. Natural infections with A. lumbricoides sometimes occur in monkeys and apes.

Occasionally, Ascaris sp. eggs may be found in dog feces. This does not indicate true infection but instead spurious passage of eggs following coprophagy.

Geographic Distribution

Ascariasis is the most common human helminthic infection globally. The burden is highest in tropical and subtropical regions, especially in areas with inadequate sanitation. This infection is generally rare to absent in developed countries, but sporadic cases may occur in rural, impoverished regions of those countries. Some cases in these areas where human transmission is negligible have direct epidemiologic associations to pig farms.

Clinical Presentation

Although heavy infections in children may cause stunted growth via malnutrition, adult worms usually cause no acute symptoms. High worm burdens may cause abdominal pain and intestinal obstruction and potentially perforation in very high intensity infections. Migrating adult worms may cause symptomatic occlusion of the biliary tract, appendicitis, or nasopharyngeal expulsion, particularly in infections involving a single female worm.

Ascaris lumbricoides unfertilized eggs.

Fertilized and unfertilized Ascaris lumbricoides eggs are passed in the stool of the infected host. Fertilized eggs are are rounded and have a thick shell with an external mammillated layer that is often stained brown by bile. In some cases, the outer layer is absent (known as decorticated eggs). Fertile eggs range from 45 to 75 µm in length. Unfertilized eggs are elongated and larger than fertile eggs (up to 90 µm in length). Their shell is thinner and their mammillated layer is more variable, either with large protuberances or practically none. Unfertile eggs contain mainly a mass of refractile granules.

A. lumbricoides fertilized eggs.

A. lumbricoides fertilized, decorticated eggs.

Figure D: The same egg as in Figure C, but at 400x magnification.

Larvae of A. lumbricoides hatching from eggs.

Adults of A. lumbricoides.

Adults of Ascaris lumbricoides are large roundworms. Females measure 20-35 cm long with straight taisl; males are smaller at 15-31 cm and tend to have curved tails. Adults of both sexes possess three "lips" at the anterior end of the body.

A. lumbricoides in tissue specimens.

Ascaris lumbricoides in tissue specimens, stained with hematoxylin and eosin (H&E).

Figure B: Higher magnification (1000x) of the specimen in Figure A. Note the prominent alae (AL), intestine (IN) and excretory ducts (EC).

Laboratory Diagnosis

Microscopic identification of eggs in the stool is the most common method for diagnosing intestinal ascariasis. The recommended procedure is as follows:

Collect a stool specimen.

Preserve the specimen in formalin or another fixative.

Concentrate using the formalin-ethyl acetate sedimentation technique

Examine a wet mount of the sediment.

Where concentration procedures are not available, a direct wet mount examination of the specimen is adequate for detecting moderate to heavy infections. For quantitative assessments of infection, various methods such as the Kato-Katz or quantitative fecal flotation can be used.

Larvae can be identified in sputum or gastric aspirate during the pulmonary migration phase (examine fixed organisms for morphology). Adult worms are occasionally passed in the stool or through the mouth or nose and are recognizable by their macroscopic characteristics (e.g., presence of three "lips").

Molecular methods for the detection of egg/worm DNA in human stools are increasingly used in research settings, often in multi-parallel formats for detecting this and other soil-transmitted helminths.

Laboratory Safety

Standard precautions for the processing of stool samples apply. Ascaris spp. eggs require weeks in the environment to develop to an infective stage; thus infectious eggs are not likely to be encountered in clinical specimens.

Suggested Reading

Dold, C. and Holland, C.V., 2011. Ascaris and ascariasis. Microbes and Infection, 13(7), pp.632-637.

Miller, L.A., Colby, K., Manning, S.E., Hoenig, D., McEvoy, E., Montgomery, S., Mathison, B., de Almeida, M., Bishop, H., DaSilva, A. and Sears, S., 2015. Ascariasis in humans and pigs on small-scale farms, Maine, USA, 2010-2013. Emerging Infectious Diseases, 21(2), p.332.

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LIMA, L. M.; SANTOS, J.I.; FRANZ, H. C. F. Atlas de parasitologia e Doenças Infecciosas Associadas ao Sistema Digestivo. Disponível em:<https://www.ufjf.br/labproteinas/material-de-apoio/esquistossomose/diagnostico/#:~:text=http%3A//www.parasitologiaclinica.ufsc.br/index.php/info/conteudo/diagnostico/helmintoses%2Dprotozooses/parasitologico%2Dfezes>. Acesso em: 19/03/2022.

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Diagnóstico

Você está em: Material de Apoio > Esquistossomose > Diagnóstico
Por: Anna Cecíllia Quirino Teixeira
O diagnóstico de Schistosoma mansoni pode ser feito por meio de diversos métodos, tanto diretos quanto indiretos. Os métodos diretos detectam formas do parasito ou partes deste, como substâncias antigênicas, enquanto os métodos indiretos dependem de evidências clínicas, imunológicas e bioquímicas que se associam à infecção ¹.

Entre os métodos diretos estão os métodos coproscópicos, os quais se baseiam na identificação dos ovos do parasito nas fezes do indivíduo. Esses métodos são, por sua vez, divididos em qualitativos, quando apenas informam sobre a presença de ovos do parasito, e quantitativos, os quais não somente detectam a presença dos ovos como também determinam a quantidade de ovos em cada grama de fezes ¹. Os principais métodos qualitativos são o método de Lutz, também chamado de método da sedimentação espontânea ou HPJ, e a técnica do formol-éter. O método de Lutz tem como princípio o processo de sedimentação do material fecal, o qual,após ser diluído e filtrado em tela metálica, para retenção de partículas maiores, é deixado em repouso por algumas horas para que se deposite ². Esse método é o mais utilizado nos laboratórios de análises clínicas devido a sua boa sensibilidade, baixo custo e fácil execução, além de exigir aparato técnico relativamente simples ¹. E a técnica de formol-éter, modificada por Knight e colaboradores ³, é também chamada de método de Ritchie ⁴. Essa técnica apresenta a vantagem de ser altamente sensível, contudo tem o risco do manuseio dos reagentes químicos utilizados além de ser bastante trabalhosa ¹.

Os principais métodos quantitativos são representados pelos métodos de Kato-Katz, de Bell e pelo método de Barbosa. O método de Kato-Katz consiste na análise quantitativa de ovos do parasito em cada grama de fezes, sendo recomendado pela OMS para o controle da esquistossomose mansônica ⁵. Isso porque o método possui sensibilidade igual ou superior a outros métodos quantitativos, sua execução é fácil e de baixo custo, além do fato de que as lâminas podem ser transportadas e armazenadas a temperatura ambiente durante meses sem que o resultado seja afetado ¹. Contudo, essa técnica apresenta limitações, visto que nos casos de baixa carga parasitária a quantidade de ovos diminui, e apenas 42g de fezes são examinadas por vez ⁶. A outra técnica é chamada de Bell e se baseia na filtração de uma quantidade conhecida de fezes emulsionadas através de telas finas e por papel de filtro, respectivamente, havendo retenção dos ovos. É então adicionada uma solução de ninidrina, a qual cora os ovos ¹. Porém, a execução do método não é muito prática, sendo então pouco realizado. Finalmente, o método de Barbosa consiste na filtração das fezes emulsionadas com água e sedimentação. Após medir o volume de sedimento, uma amostra deste é colhida e examinada sob microscópio e os ovos presentes são contados ⁷. O cálculo utilizado para analisar a quantidade de ovos por grama de fezes é feito pela fórmula:

Número de ovo por lâmina x Volume do sedimento

Volume examinado x Peso da amostra de fezes

Apesar de ser uma técnica simples e de menor custo, o método de Barbosa possui baixa sensibilidade e o volume do sedimento apresenta grande variação, não sendo indicado para utilização em pesquisas epidemiológicas ¹.

Outro método direto utilizado para o diagnóstico da esquistossomose é a biópsia da mucosa retal, na qual se retira um fragmento da mucosa e se analisa esse fragmento no microscópio para verificação da presença de ovos. A principal desvantagem do método é o desconforto causado ao paciente, além da necessidade de profissionais treinados para a realização do exame ¹.

O diagnóstico indireto pode ser realizado pela anamnese do paciente, em que se avalia a presença de sinais e sintomas, além de técnicas laboratoriais imunológicas e moleculares, sendo o diagnóstico imunológico classificado em sorológico e a reação intradérmica ⁸. A reação intradérmica é caracterizada pela inoculação de antígenosdo parasito, principalmente da forma adula, que despertam reações mais sensíveis que as outras formas ¹. Porém essa técnica apresenta algumas limitações, como elevado custo, baixa especificidade, persistência de resultado positivo mesmo após o tratamento, reações cruzadas, baixa correlação com a produção de ovos e manuseio complexo ⁹. Já os testes sorológicos são, principalmente, reação de fixação do complemento, imunofluorescência indireta eELISA (Enzymelinkedimmunosorbentassay) ⁸.

A imunofluorescência indireta (RIFI) consiste na ligação de anticorpos na superfície do parasito, e posterior ligação de anti-imunoglobulinas humanas marcadas com fluoresceína. A fluorescência é então visualizada em microscópio ¹.

A técnica de ELISA é o método de diagnóstico sorológico mais utilizado, consistindo na utilização de enzimas associadas a antígenos para a detecção de anticorpos presentes, ou enzimas ligadas a anticorpos para a identificação de antígenos 1,11. Como antígeno pode ser utilizado uma preparação de antígenos solúveis de ovos (SEA), o qual apresenta quantidades limitadas de antígenos solúveis, e a preparação de antígenos solúveis de vermes adultos (SWAP), que contém maior quantidade de antígenos, também solúveis ¹. Além destes, existem ainda os antígenos de preparações de cercárias, contudo estes apresentam baixa sensibilidade e especificidade ¹.

Além das técnicas citadas pode-se utilizar métodos de diagnóstico por imagem, os quais detectam lesões presentes principalmente no fígado e no sistema porta-hepático. Os métodos mais utilizados são a ultra-sonografia (USG), ressonância magnética, cintilografia, esplenoportografia e a tomografia computadorizada ¹. A USG permite o diagnóstico da doença e a avaliação do seu estágio de evolução. É a técnica mais utilizada atualmente devido ao seu baixo custo, facilidade de realização e por não ser invasivo ¹.

Recentemente, tem-se utilizado um novo método para o diagnóstico de esquistossomose. Este método se baseia na pesquisa de antígenos catódicos circulantes (CCA) e antígenosanódicos circulantes (CAA), os quais são glicoproteínas, carregadas eletronicamente em pH neutro,liberadas pelo intestino dos vermes adultos na corrente sanguínea do paciente ¹². Estes antígenos são bastante imunogênicos, formando imunocomplexos com anticorpos da classe IgG e IgM, sendo possível sua detecção em amostras sanguíneas de pacientes infectados.

Referências

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Laboratório de Estudo de Estrutura e Função de Proteínas

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Você está em: Material de Apoio > Esquistossomose > Diagnóstico Por: Anna Cecíllia Quirino Teixeira O diagnóstico de Schistosoma mansoni pode ser feito por meio de diversos métodos, tanto diretos quanto indiretos. Os métodos diretos detectam formas do parasito ou partes deste, como substâncias antigênicas, enquanto os métodos indiretos dependem de evidências clínicas, imunológicas e bioquímicas que se associam à infecção 1.

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Toxiplasmose, Esquitossomoses e T.cruzi.

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Leishmanias e toxoplasmose.

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Fragmento de tecido, leishmanias.

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Fragmento de tecido, leishmanias.

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Esfregaço corado, fragmento de tecido, Leishman SPP e toxoplasmose.

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Ascaris e cisterco.

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Larvas de Ascaris

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Cryptospordium SP, Isospora Belli, Cyclospora Caetanensis, Sarcocytis Hominis.

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Cryptospordium SP, Isospora Belli, Cyclospora Caetanensis, Sarcocytis Hominis.

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Cryptospordium SP, Isospora Belli, Cyclospora Caetanensis, Sarcocytis Hominis.

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Giardia Lambia, Entamoeba SP, Endolimax Britschili, Blatocystis Hominis.

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Giardia Lambia, Entamoeba SP, Endolimax Britschili, Blatocystis Hominis.

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Amostra de fezes.

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Plasmodium, malária, Tritrichomonas foetus, diferenciação toxoplasma gondii e neospora caninum, Trypanossoma Spp.

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Em animais laboratoriais, T. cruzi, toxoplasmose.

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Sangue do vetor, T.cruzi.

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Amostra de sangue, T. cruzi.

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Vermes adultos A. Lumbricoides e E. vermiculares, proglotes de Taenia Spp, helmintos.

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Larvas, ancilostomídeos e trichostrongylus spp.

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Helmintos e protozoários intestinais.

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Em geral protozoários, plasmodium, toxoplasma, leishmania, neospora e T. cruzi.

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Esquitossomíase.

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Cistos, ovos, larvas e a motilidade dos trofozoitos.

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Ovos de helmintos.

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Helmintos, ovos de Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura.

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Larvas de Strongyloides Stercorales e Ancilostomideos.

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Strongyloides Stercoralis, larva de helminto.

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Oxiúros ovos, Enterobios Vermiculares.

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Leishmaniose tegumentar Americana.

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Leishmaniose tegumentar Americana.

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Leishmaniose visceral humana e toxoplasmose.

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Leishmaniose visceral canina.

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Leishmaniose visceral canina, toxoplasmose, cisterco e T.cruzi.

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Ovos ou verme adulto de T. Solium e T. Saginata.

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Esquitossomoses e Helmintos intestinais.

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Larvas de Strongyloides Stercoales e Ancilostoma - larvas, cistos e ovos de outros parasitas.

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Ovos de helmintos.

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Cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos e trofozoítos. Trofozoítos móveis de amebas e flagelados intestinais.

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Técnica De Sedmentação - Lutz, Hoffman, HPJ, Ritchie e Blagg (MIFC)

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Técnica De Sedmentação - Lutz, Hoffman, HPJ, Ritchie e Blagg (MIFC)

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Ovos, larvas ou cistos de helmintos, Shitossoma, Coccidiasina.

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Ovos de helmintos, cistos de protozoários, Schitossoma, larvas de Strongyloides.

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Filariose, malária, T. cruzi.

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Tripamastigotas, T.Cruzi, amebas, trofozoitos, cistos de amebas, flagelados, T. Rangeli e Plasmodium Spp.

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Plasmodium, microfilarias, tripanossoma e leishmania.